Um effektivMückenbekämpfungUm die Häufigkeit der von ihnen übertragenen Krankheiten zu reduzieren, sind strategische, nachhaltige und umweltfreundliche Alternativen zu chemischen Pestiziden erforderlich. Wir untersuchten Samenmehle bestimmter Kreuzblütler (Brassicaceae, Familie Brassica) als Quelle pflanzlicher Isothiocyanate, die durch enzymatische Hydrolyse biologisch inaktiver Glucosinolate gewonnen werden, zur Bekämpfung der Ägyptischen Aedes-Mücke (L., 1762). Fünffach entfettetes Saatenmehl (Brassica juncea (L.) Czern., 1859, Lepidium sativum L., 1753, Sinapis alba L., 1753, Thlaspi arvense L., 1753 und Thlaspi arvense) – drei Haupttypen der thermischen Inaktivierung und des enzymatischen Abbaus. Chemische Produkte zur Bestimmung der Toxizität (LC50) von Allylisothiocyanat, Benzylisothiocyanat und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat gegenüber Aedes aegypti-Larven nach 24-stündiger Exposition (0,04 g/120 ml dH₂O). LC50-Werte für Senf, Weißen Senf und Schachtelhalm. Im Vergleich zu Allylisothiocyanat (LC50 = 19,35 ppm) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (LC50 = 55,41 ppm) waren die Werte für Samenmehl 0,05, 0,08 bzw. 0,05. Letzteres war 24 Stunden nach der Behandlung toxischer für Larven als 0,1 g/120 ml dH₂O. Diese Ergebnisse stimmen mit der Herstellung von Luzernesamenmehl überein. Die höhere Wirksamkeit der Benzylester korrespondiert mit den berechneten LC50-Werten. Die Verwendung von Samenmehl kann eine effektive Methode zur Mückenbekämpfung darstellen. Die Wirksamkeit von Kreuzblütlersamenpulver und seinen Hauptbestandteilen gegen Mückenlarven zeigt, wie die natürlichen Verbindungen im Kreuzblütlersamenpulver als vielversprechendes, umweltfreundliches Larvizid zur Mückenbekämpfung dienen können.
Durch Aedes-Mücken übertragene Krankheiten stellen weiterhin ein bedeutendes globales Problem für die öffentliche Gesundheit dar. Die Häufigkeit dieser Krankheiten breitet sich geografisch aus1,2,3 und tritt erneut auf, was zu Ausbrüchen schwerer Erkrankungen führt4,5,6,7. Die Ausbreitung von Krankheiten zwischen Menschen und Tieren (z. B. Chikungunya, Denguefieber, Rift-Valley-Fieber, Gelbfieber und Zika-Virus) ist beispiellos. Allein Denguefieber gefährdet in den Tropen etwa 3,6 Milliarden Menschen, wobei jährlich schätzungsweise 390 Millionen Infektionen auftreten, die zu 6.100–24.300 Todesfällen pro Jahr führen8. Das Wiederauftreten und der Ausbruch des Zika-Virus in Südamerika haben aufgrund der Hirnschäden, die es bei Kindern infizierter Mütter verursacht2, weltweite Aufmerksamkeit erregt. Kremer et al.3 prognostizieren, dass sich das Verbreitungsgebiet der Aedes-Mücken weiter ausdehnen wird und dass bis 2050 die Hälfte der Weltbevölkerung durch von Mücken übertragene Arboviren gefährdet sein wird.
Mit Ausnahme der kürzlich entwickelten Impfstoffe gegen Denguefieber und Gelbfieber existieren noch keine Impfstoffe gegen die meisten durch Mücken übertragenen Krankheiten9,10,11. Impfstoffe sind derzeit nur in begrenzten Mengen verfügbar und werden ausschließlich in klinischen Studien eingesetzt. Die Bekämpfung von Mücken als Krankheitsüberträger mithilfe synthetischer Insektizide ist eine zentrale Strategie zur Eindämmung der Ausbreitung dieser Krankheiten12,13. Obwohl synthetische Pestizide Mücken wirksam abtöten, schädigt ihr fortgesetzter Einsatz Nichtzielorganismen und belastet die Umwelt14,15,16. Noch alarmierender ist die zunehmende Resistenz von Mücken gegenüber chemischen Insektiziden17,18,19. Diese Probleme im Zusammenhang mit Pestiziden haben die Suche nach wirksamen und umweltfreundlichen Alternativen zur Bekämpfung von Krankheitsüberträgern beschleunigt.
Verschiedene Pflanzen wurden als Quellen für Phytopestizide zur Schädlingsbekämpfung entwickelt20,21. Pflanzliche Substanzen sind im Allgemeinen umweltfreundlich, da sie biologisch abbaubar sind und eine geringe oder vernachlässigbare Toxizität für Nichtzielorganismen wie Säugetiere, Fische und Amphibien aufweisen20,22. Pflanzliche Präparate sind dafür bekannt, eine Vielzahl bioaktiver Verbindungen mit unterschiedlichen Wirkmechanismen zu produzieren, die verschiedene Entwicklungsstadien von Stechmücken effektiv bekämpfen23,24,25,26. Pflanzliche Verbindungen wie ätherische Öle und andere aktive Pflanzeninhaltsstoffe haben an Bedeutung gewonnen und den Weg für innovative Instrumente zur Bekämpfung von Stechmückenvektoren geebnet. Ätherische Öle, Monoterpene und Sesquiterpene wirken als Repellentien, Fraßhemmer und Ovizide27,28,29,30,31,32,33. Viele Pflanzenöle führen zum Tod von Stechmückenlarven, -puppen und -adulten34,35,36 und beeinträchtigen dabei das Nerven-, Atmungs-, Hormon- und andere wichtige Systeme der Insekten37.
Jüngste Studien haben Einblicke in das Potenzial von Senfpflanzen und ihren Samen als Quelle bioaktiver Verbindungen gegeben. Senfsaatmehl wurde als Biofumigant38,39,40,41 getestet und als Bodenverbesserungsmittel zur Unkrautbekämpfung42,43,44 sowie zur Bekämpfung bodenbürtiger Pflanzenpathogene45,46,47,48,49,50, Nematoden41,51,52,53,54 und Schädlinge55,56,57,58,59,60 eingesetzt. Die fungizide Wirkung dieser Saatpulver wird pflanzenschützenden Verbindungen, den sogenannten Isothiocyanaten, zugeschrieben38,42,60. In Pflanzen werden diese Schutzverbindungen in Form nicht-bioaktiver Glucosinolate in den Pflanzenzellen gespeichert. Werden Pflanzen jedoch durch Insektenfraß oder Pathogenbefall geschädigt, werden Glucosinolate durch Myrosinase in bioaktive Isothiocyanate hydrolysiert55,61. Isothiocyanate sind flüchtige Verbindungen mit bekannter antimikrobieller und insektizider Breitspektrumwirkung, deren Struktur, biologische Aktivität und Gehalt innerhalb der Brassicaceae-Arten stark variieren42,59,62,63.
Obwohl aus Senfsaatmehl gewonnene Isothiocyanate für ihre insektizide Wirkung bekannt sind, fehlen Daten zur biologischen Aktivität gegen medizinisch relevante Arthropodenvektoren. Unsere Studie untersuchte die larvizide Wirkung von vier entfetteten Senfsaatmehlen gegen Aedes-Mückenlarven (Aedes aegypti). Ziel der Studie war die Bewertung ihres Potenzials als umweltfreundliche Biopestizide zur Mückenbekämpfung. Drei Hauptbestandteile des Senfsaatmehls – Allylisothiocyanat (AITC), Benzylisothiocyanat (BITC) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (4-HBITC) – wurden ebenfalls auf ihre biologische Aktivität gegen Mückenlarven getestet. Dies ist der erste Bericht, der die Wirksamkeit von vier Kohlsaatmehlen und ihren Hauptbestandteilen gegen Mückenlarven untersucht.
Laborkolonien von Aedes aegypti (Rockefeller-Stamm) wurden bei 26 °C, 70 % relativer Luftfeuchtigkeit und einem Licht-Dunkel-Zyklus von 10:14 h gehalten. Begattete Weibchen wurden in Plastikkäfigen (Höhe 11 cm, Durchmesser 9,5 cm) untergebracht und mit citratisiertem Rinderblut (HemoStat Laboratories Inc., Dixon, CA, USA) über ein Flaschenfütterungssystem gefüttert. Die Blutfütterung erfolgte wie üblich mit einem Membran-Mehrglas-Fütterer (Chemglass, Life Sciences LLC, Vineland, NJ, USA), der an ein Wasserbad mit Umwälzpumpe (HAAKE S7, Thermo Scientific, Waltham, MA, USA) mit einer Temperaturregelung von 37 °C angeschlossen war. Auf den Boden jeder Glasfütterungskammer (Fläche 154 mm²) wurde eine Parafilm-M-Folie gespannt. Anschließend wurde jeder Fütterungsbehälter auf das Gitter über dem Käfig mit dem begatteten Weibchen gesetzt. Etwa 350–400 µl Rinderblut wurden mithilfe einer Pasteurpipette (Fisherbrand, Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) in einen Glasfütterungstrichter gegeben, und die adulten Würmer konnten mindestens eine Stunde lang abtropfen. Trächtigen Weibchen wurde anschließend eine 10%ige Saccharoselösung verabreicht, und sie konnten ihre Eier auf feuchtem Filterpapier ablegen, das in einzelnen, ultraklaren Soufflé-Bechern (37 ml, Dart Container Corp., Mason, MI, USA) ausgelegt war. Die Eier wurden in einen Käfig mit Wasser gegeben. Das Filterpapier wurde in einen verschlossenen Beutel (SC Johnsons, Racine, WI) gelegt und bei 26 °C gelagert. Die Eier wurden ausgebrütet, und etwa 200–250 Larven wurden in Plastikschalen mit einer Mischung aus Kaninchenfutter (ZuPreem, Premium Natural Products, Inc., Mission, KS, USA) und Leberpulver (MP Biomedicals, LLC, Solon, OH, USA) aufgezogen. und Fischfilet (TetraMin, Tetra GMPH, Meer, Deutschland) im Verhältnis 2:1:1. Für unsere Bioassays wurden Larven im späten dritten Larvenstadium verwendet.
Das in dieser Studie verwendete Pflanzensaatgut stammte aus folgenden kommerziellen und staatlichen Quellen: Brassica juncea (Brauner Senf – Pacific Gold) und Brassica juncea (Weißer Senf – Ida Gold) von der Pacific Northwest Farmers' Cooperative, Washington State, USA; Gartenkresse (Thlaspi arvense) von Kelly Seed and Hardware Co., Peoria, Illinois, USA; Acker-Hellerkraut (Thlaspi arvense – Elisabeth) vom USDA-ARS, Peoria, Illinois, USA. Das Saatgut war nicht mit Pestiziden behandelt. Die Verarbeitung und Verwendung des gesamten Saatguts erfolgte gemäß den lokalen und nationalen Vorschriften und unter Einhaltung aller relevanten Bestimmungen. Transgene Pflanzensorten wurden in dieser Studie nicht untersucht.
Samen von Brassica juncea (PG), Alfalfa (Ls), Weißem Senf (IG) und Ackerschachtelhalm (DFP) wurden mit einer Retsch ZM200 Ultrazentrifugalmühle (Retsch, Haan, Deutschland) mit einem 0,75-mm-Sieb und einem Edelstahlrotor (12 Zähne, 10.000 U/min) zu feinem Pulver vermahlen (Tabelle 1). Das gemahlene Samenpulver wurde in eine Papierhülse überführt und 24 h lang in einem Soxhlet-Apparat mit Hexan entfettet. Eine Teilprobe des entfetteten Ackerschachtelhalms wurde 1 h lang bei 100 °C hitzebehandelt, um die Myrosinase zu denaturieren und die Hydrolyse von Glucosinolaten zu biologisch aktiven Isothiocyanaten zu verhindern. Hitzebehandeltes Schachtelhalmsamenpulver (DFP-HT) diente als Negativkontrolle, da es die Myrosinase denaturierte.
Der Glucosinolatgehalt von entfettetem Saatenmehl wurde dreifach mittels Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) gemäß einem zuvor veröffentlichten Protokoll64 bestimmt. Kurz gesagt, wurden 3 ml Methanol zu einer 250 mg Probe des entfetteten Saatenpulvers gegeben. Jede Probe wurde 30 Minuten lang in einem Wasserbad ultraschallbehandelt und anschließend 16 Stunden lang im Dunkeln bei 23 °C inkubiert. Ein 1 ml Aliquot der organischen Phase wurde dann durch einen 0,45 μm Filter in einen Autosampler filtriert. Die dreifache Bestimmung des Glucosinolatgehalts des Saatenmehls erfolgte auf einem Shimadzu HPLC-System (zwei LC 20AD Pumpen; SIL 20A Autosampler; DGU 20As Entgaser; SPD-20A UV-VIS-Detektor zur Detektion bei 237 nm; und CBM-20A Kommunikationsbusmodul). Die Analyse erfolgte mit der Software Shimadzu LC Solution Version 1.25 (Shimadzu Corporation, Columbia, MD, USA). Als Trennsäule diente eine C18 Inertsil Umkehrphasensäule (250 mm × 4,6 mm; RP C-18, ODS-3, 5 µm; GL Sciences, Torrance, CA, USA). Die anfänglichen Bedingungen der mobilen Phase waren 12 % Methanol/88 % 0,01 M Tetrabutylammoniumhydroxid in Wasser (TBAH; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) mit einer Flussrate von 1 ml/min. Nach der Injektion von 15 µl Probe wurden die anfänglichen Bedingungen 20 Minuten lang beibehalten. Anschließend wurde das Verhältnis von Methanol zu 100 % eingestellt. Die Gesamtanalysedauer betrug 65 Minuten. Zur Bestimmung des Schwefelgehalts von entfettetem Saatenmehl wurde eine Standardkurve (nM/mAb-basiert) durch serielle Verdünnung frisch hergestellter Sinapin-, Glucosinolat- und Myrosin-Standards (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) erstellt. Die Glucosinolatkonzentrationen in den Proben wurden mittels HPLC (Agilent 1100, Agilent, Santa Clara, CA, USA) mit der Software OpenLAB CDS ChemStation (Version C.01.07 SR2 [255]) und derselben Säule nach einer zuvor beschriebenen Methode analysiert. Die ermittelten Glucosinolatkonzentrationen sind zwischen verschiedenen HPLC-Systemen vergleichbar.
Allylisothiocyanat (94 %, stabil) und Benzylisothiocyanat (98 %) wurden von Fisher Scientific (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) bezogen. 4-Hydroxybenzylisothiocyanat wurde von ChemCruz (Santa Cruz Biotechnology, CA, USA) bezogen. Bei der enzymatischen Hydrolyse durch Myrosinase entstehen aus Glucosinolaten Allylisothiocyanat, Benzylisothiocyanat bzw. 4-Hydroxybenzylisothiocyanat.
Laborbioassays wurden nach der Methode von Muturi et al.32 mit Modifikationen durchgeführt. Fünf fettarme Saatenfutter wurden in der Studie verwendet: DFP, DFP-HT, IG, PG und Ls. Zwanzig Larven wurden in ein 400-ml-Einweg-Dreiwegebecherglas (VWR International, LLC, Radnor, PA, USA) mit 120 ml deionisiertem Wasser (dH2O) gegeben. Sieben Saatenmehlkonzentrationen wurden auf ihre Toxizität für Mückenlarven getestet: 0,01, 0,02, 0,04, 0,06, 0,08, 0,1 und 0,12 g Saatenmehl/120 ml dH2O für DFP, DFP-HT, IG und PG. Vorläufige Bioassays deuten darauf hin, dass entfettetes Ls-Saatenmehl toxischer ist als die vier anderen getesteten Saatenmehle. Daher haben wir die sieben Behandlungskonzentrationen des Ls-Saatgutmehls auf die folgenden Konzentrationen eingestellt: 0,015, 0,025, 0,035, 0,045, 0,055, 0,065 und 0,075 g/120 mL dH2O.
Eine unbehandelte Kontrollgruppe (dH20, ohne Saatgutzusatz) wurde einbezogen, um die normale Insektensterblichkeit unter den Versuchsbedingungen zu bestimmen. Die toxikologischen Bioassays für jedes Saatgutmehl umfassten drei Replikate in drei geneigten Bechergläsern (20 Larven im späten dritten Larvenstadium pro Becherglas), insgesamt also 108 Proben. Die behandelten Behälter wurden bei Raumtemperatur (20–21 °C) gelagert, und die Larvensterblichkeit wurde während 24 und 72 Stunden kontinuierlicher Exposition gegenüber den Behandlungskonzentrationen erfasst. Mückenlarven, deren Körper und Gliedmaßen sich beim Anstechen oder Berühren mit einem dünnen Edelstahlspatel nicht bewegten, galten als tot. Tote Larven verharrten üblicherweise regungslos in Rücken- oder Bauchlage am Boden des Behälters oder auf der Wasseroberfläche. Das Experiment wurde an drei verschiedenen Tagen mit unterschiedlichen Larvengruppen wiederholt, sodass insgesamt 180 Larven jeder Behandlungskonzentration ausgesetzt waren.
Die Toxizität von AITC, BITC und 4-HBITC gegenüber Mückenlarven wurde mit demselben Bioassay-Verfahren, jedoch mit unterschiedlichen Konzentrationen, untersucht. Für jede Chemikalie wurde eine Stammlösung mit einer Konzentration von 100.000 ppm hergestellt, indem 100 µL der jeweiligen Chemikalie mit 900 µL absolutem Ethanol in einem 2-mL-Zentrifugenröhrchen vermischt und 30 Sekunden lang geschüttelt wurden. Die Konzentrationen der Behandlungen basierten auf unseren Vorversuchen, in denen sich BITC als deutlich toxischer als AITC und 4-HBITC erwies. Zur Bestimmung der Toxizität wurden fünf Konzentrationen von BITC (1, 3, 6, 9 und 12 ppm), sieben Konzentrationen von AITC (5, 10, 15, 20, 25, 30 und 35 ppm) und sechs Konzentrationen von 4-HBITC (15, 15, 20, 25, 30 und 35 ppm) verwendet. 30, 45, 60, 75 und 90 ppm). Die Kontrollgruppe wurde mit 108 μL absolutem Ethanol behandelt, was dem maximalen Volumen der jeweiligen Chemikalienbehandlung entspricht. Die Bioassays wurden wie oben beschrieben wiederholt, wobei insgesamt 180 Larven pro Behandlungskonzentration exponiert wurden. Die Larvensterblichkeit wurde nach 24 Stunden kontinuierlicher Exposition für jede Konzentration von AITC, BITC und 4-HBITC erfasst.
Mithilfe der Software Polo Plus (LeOra Software, Version 1.0) wurde eine Probit-Analyse von 65 dosisabhängigen Mortalitätsdaten durchgeführt, um die 50% letale Konzentration (LC50), die 90% letale Konzentration (LC90), die Steigung, den letalen Dosiskoeffizienten und die 95% letale Konzentration zu berechnen. Grundlage hierfür waren die Konfidenzintervalle für die letalen Dosisverhältnisse der logarithmisch transformierten Konzentrations- und Dosis-Mortalitätskurven. Die Mortalitätsdaten basieren auf kombinierten Replikatdaten von 180 Larven, die jeder Behandlungskonzentration ausgesetzt waren. Die probabilistischen Analysen wurden separat für jedes Saatgutmehl und jede chemische Komponente durchgeführt. Basierend auf dem 95%-Konfidenzintervall des letalen Dosisverhältnisses wurde die Toxizität des Saatgutmehls und der chemischen Bestandteile gegenüber Mückenlarven als signifikant unterschiedlich angesehen. Ein Konfidenzintervall, das den Wert 1 enthält, bedeutete daher, dass kein signifikanter Unterschied bestand (p = 0,0566).
Die HPLC-Ergebnisse zur Bestimmung der wichtigsten Glucosinolate in den entfetteten Samenmehlen DFP, IG, PG und Ls sind in Tabelle 1 aufgeführt. Die Hauptglucosinolate in den untersuchten Samenmehlen variierten, mit Ausnahme von DFP und PG, die beide Myrosinase-Glucosinolate enthielten. Der Myrosiningehalt in PG war mit 33,3 ± 1,5 mg/g höher als in DFP mit 26,5 ± 0,9 mg/g. Ls-Samenpulver enthielt 36,6 ± 1,2 mg/g Glucoglykon, während IG-Samenpulver 38,0 ± 0,5 mg/g Sinapin enthielt.
Die Larven der Gelbfiebermücke (Ae. Aedes aegypti) wurden durch die Behandlung mit entfettetem Saatmehl abgetötet, wobei die Wirksamkeit der Behandlung je nach Pflanzenart variierte. Nur DFP-NT war nach 24 und 72 Stunden Expositionszeit nicht toxisch für die Mückenlarven (Tabelle 2). Die Toxizität des aktiven Saatmehls nahm mit steigender Konzentration zu (Abb. 1A, B). Die Toxizität des Saatmehls gegenüber Mückenlarven variierte signifikant, wie das 95%-Konfidenzintervall der LC50-Werte nach 24 und 72 Stunden zeigt (Tabelle 3). Nach 24 Stunden war die toxische Wirkung von Ls-Saatmehl stärker als bei den anderen Saatmehlbehandlungen; es wies die höchste Aktivität und maximale Toxizität gegenüber den Larven auf (LC50 = 0,04 g/120 ml dH₂O). Die Larven reagierten nach 24 Stunden weniger empfindlich auf DFP als auf die Behandlungen mit IG-, Ls- und PG-Saatgutpulver. Die LC50-Werte betrugen 0,115, 0,04 bzw. 0,08 g/120 ml dH₂O und lagen damit statistisch signifikant über dem LC50-Wert von 0,211 g/120 ml dH₂O (Tabelle 3). Die LC90-Werte für DFP, IG, PG und Ls lagen bei 0,376, 0,275, 0,137 bzw. 0,074 g/120 ml dH₂O (Tabelle 2). Die höchste DFP-Konzentration betrug 0,12 g/120 ml dH₂O. Nach 24 Stunden betrug die durchschnittliche Larvensterblichkeit lediglich 12 %, während sie bei den mit IG und PG behandelten Larven 51 % bzw. 82 % erreichte. Nach 24 Stunden Auswertung betrug die durchschnittliche Larvensterblichkeit bei der Behandlung mit der höchsten Konzentration an Ls-Saatgutmehl (0,075 g/120 ml dH2O) 99 % (Abb. 1A).
Mortalitätskurven wurden anhand der Dosis-Wirkungs-Analyse (Probit) von Ae. Egyptian-Larven (Larven im 3. Larvenstadium) in Abhängigkeit von der Saatmehlkonzentration 24 Stunden (A) und 72 Stunden (B) nach der Behandlung ermittelt. Die gestrichelte Linie stellt die LC50 der Saatmehlbehandlung dar. DFP: Acker-Thlaspi arvense, DFP-HT: hitzeinaktivierte Acker-Thlaspi arvense, IG: Weißer Sinapsis (Ida Gold), PG: Brassica juncea (Pacific Gold), Ls: Lepidium sativum.
Bei der 72-Stunden-Untersuchung betrugen die LC50-Werte für DFP-, IG- und PG-Saatgutmehl 0,111, 0,085 bzw. 0,051 g/120 ml dH₂O. Fast alle Larven, die dem Ls-Saatgutmehl ausgesetzt waren, starben nach 72 Stunden, weshalb die Mortalitätsdaten nicht mit der Probit-Analyse übereinstimmten. Im Vergleich zu den anderen Saatgutmehlen reagierten die Larven weniger empfindlich auf die Behandlung mit DFP-Saatgutmehl und wiesen statistisch signifikant höhere LC50-Werte auf (Tabellen 2 und 3). Nach 72 Stunden wurden die LC50-Werte für die Behandlung mit DFP-, IG- und PG-Saatgutmehl auf 0,111, 0,085 bzw. 0,05 g/120 ml dH₂O geschätzt. Nach 72 Stunden betrugen die LC90-Werte der Samenpulver von DFP, IG und PG 0,215, 0,254 bzw. 0,138 g/120 ml dH₂O. Die durchschnittliche Larvensterblichkeit nach 72 Stunden lag bei den Behandlungen mit DFP-, IG- und PG-Samenmehl bei einer maximalen Konzentration von 0,12 g/120 ml dH₂O bei 58 %, 66 % bzw. 96 % (Abb. 1B). Nach 72 Stunden erwies sich PG-Samenmehl als toxischer als IG- und DFP-Samenmehl.
Synthetische Isothiocyanate wie Allylisothiocyanat (AITC), Benzylisothiocyanat (BITC) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (4-HBITC) können Mückenlarven wirksam abtöten. 24 Stunden nach der Behandlung war BITC mit einem LC50-Wert von 5,29 ppm toxischer für die Larven als AITC mit 19,35 ppm und 4-HBITC mit 55,41 ppm (Tabelle 4). Im Vergleich zu AITC und BITC weist 4-HBITC eine geringere Toxizität und einen höheren LC50-Wert auf. Die beiden wichtigsten Isothiocyanate (Ls und PG) im wirksamsten Saatgutmehl unterscheiden sich signifikant in ihrer Toxizität gegenüber Mückenlarven. Die Toxizität, basierend auf dem Verhältnis der letalen Dosiswerte (LC50) von AITC, BITC und 4-HBITC, zeigte einen statistisch signifikanten Unterschied, da das 95%-Konfidenzintervall des LC50-Verhältnisses den Wert 1 nicht einschloss (p = 0,05, Tabelle 4). Die höchsten Konzentrationen von BITC und AITC führten schätzungsweise zum Tod von 100 % der getesteten Larven (Abbildung 2).
Mortalitätskurven wurden anhand der Dosis-Wirkungs-Analyse (Probit) von Ae. 24 Stunden nach der Behandlung erreichten ägyptische Larven (Larven im 3. Larvenstadium) Konzentrationen synthetischer Isothiocyanate. Die gestrichelte Linie stellt die LC50 für die Isothiocyanatbehandlung dar. Benzylisothiocyanat (BITC), Allylisothiocyanat (AITC) und 4-Hydroxy-Biocyanat (4-HBITC).
Der Einsatz pflanzlicher Biopestizide zur Bekämpfung von Stechmücken als Überträger von Krankheitserregern wird seit Langem erforscht. Viele Pflanzen produzieren natürliche Substanzen mit insektizider Wirkung37. Ihre bioaktiven Verbindungen stellen eine attraktive Alternative zu synthetischen Insektiziden dar und bergen großes Potenzial für die Schädlingsbekämpfung, insbesondere von Stechmücken.
Senfpflanzen werden wegen ihrer Samen angebaut, die als Gewürz und Ölquelle verwendet werden. Bei der Gewinnung von Senföl aus den Samen oder bei der Verarbeitung von Senf zu Biokraftstoff entsteht als Nebenprodukt entfettetes Senfmehl. Dieses Senfmehl enthält noch viele seiner natürlichen biochemischen Bestandteile und hydrolytischen Enzyme. Die Toxizität des Senfmehls wird auf die Bildung von Isothiocyanaten zurückgeführt. Isothiocyanate entstehen durch die Hydrolyse von Glucosinolaten durch das Enzym Myrosinase während der Hydratation des Senfmehls und sind für ihre fungizide, bakterizide, nematizide und insektizide Wirkung sowie für weitere Eigenschaften wie chemisch-sensorische und chemotherapeutische Wirkungen bekannt. Mehrere Studien haben gezeigt, dass Senfpflanzen und Senfmehl wirksam als Begasungsmittel gegen Schädlinge im Boden und in gelagerten Lebensmitteln eingesetzt werden können. In dieser Studie untersuchten wir die Toxizität von Vierkornmehl und seinen drei bioaktiven Produkten AITC, BITC und 4-HBITC gegenüber Larven der Gelbfiebermücke (Aedes aegypti). Die direkte Zugabe von Vierkornmehl zu Wasser mit Mückenlarven aktiviert erwartungsgemäß enzymatische Prozesse, die für Mückenlarven toxische Isothiocyanate produzieren. Diese Biotransformation wurde unter anderem durch die beobachtete larvizide Wirkung des Vierkornmehls und den Verlust der insektiziden Wirkung nach Wärmebehandlung des Zwergsenfmehls vor der Anwendung nachgewiesen. Die Wärmebehandlung zerstört vermutlich die hydrolytischen Enzyme, die Glucosinolate aktivieren, und verhindert so die Bildung bioaktiver Isothiocyanate. Dies ist die erste Studie, die die insektiziden Eigenschaften von Kohlsaatpulver gegen Mücken in einem aquatischen Milieu bestätigt.
Unter den getesteten Samenpulvern erwies sich Brunnenkressesamenpulver (Ls) als das giftigste und verursachte eine hohe Mortalität bei Aedes albopictus. Aedes aegypti-Larven wurden 24 Stunden lang kontinuierlich behandelt. Die drei übrigen Samenpulver (PG, IG und DFP) zeigten eine geringere Wirkung, führten aber auch nach 72 Stunden kontinuierlicher Behandlung zu einer signifikanten Mortalität. Nur Ls-Samenmehl enthielt signifikante Mengen an Glucosinolaten, während PG und DFP Myrosinase und IG Glucosinolat als Hauptbestandteil enthielten (Tabelle 1). Glucotropaeolin wird zu BITC und Sinalbin zu 4-HBITC hydrolysiert. Unsere Bioassay-Ergebnisse zeigen, dass sowohl Ls-Samenmehl als auch synthetisches BITC hochgiftig für Mückenlarven sind. Hauptbestandteil von PG- und DFP-Samenmehl ist Myrosinase-Glucosinolat, das zu AITC hydrolysiert wird. AITC ist wirksam gegen Mückenlarven mit einem LC50-Wert von 19,35 ppm. Im Vergleich zu AITC und BITC ist 4-HBITC-Isothiocyanat am wenigsten toxisch für Larven. Obwohl AITC weniger toxisch als BITC ist, liegen seine LC50-Werte unter denen vieler ätherischer Öle, die an Mückenlarven getestet wurden.32,73,74,75
Unser Kreuzblütlersamenpulver zur Bekämpfung von Mückenlarven enthält ein Hauptglucosinolat, das laut HPLC-Bestimmung über 98–99 % der Gesamtglucosinolate ausmacht. Spuren anderer Glucosinolate wurden nachgewiesen, deren Anteil jedoch unter 0,3 % der Gesamtglucosinolate lag. Brunnenkressesamenpulver (L. sativum) enthält sekundäre Glucosinolate (Sinigrin), deren Anteil jedoch nur 1 % der Gesamtglucosinolate beträgt und deren Gehalt ebenfalls unbedeutend ist (ca. 0,4 mg/g Samenpulver). Obwohl PG und DFP dasselbe Hauptglucosinolat (Myrosin) enthalten, unterscheidet sich die larvizide Wirkung ihrer Samenmehle aufgrund ihrer LC50-Werte deutlich. Die Toxizität gegenüber Mehltau variiert. Das Schlüpfen von Aedes aegypti-Larven könnte auf Unterschiede in der Myrosinaseaktivität oder -stabilität zwischen den beiden Samenmehlen zurückzuführen sein. Die Myrosinaseaktivität spielt eine wichtige Rolle für die Bioverfügbarkeit von Hydrolyseprodukten wie Isothiocyanaten in Brassicaceae-Pflanzen76. Frühere Berichte von Pocock et al.77 und Wilkinson et al.78 haben gezeigt, dass Veränderungen der Myrosinaseaktivität und -stabilität auch mit genetischen und Umweltfaktoren zusammenhängen können.
Der erwartete Gehalt an bioaktiven Isothiocyanaten wurde anhand der LC50-Werte der einzelnen Saatgutproben nach 24 und 72 Stunden (Tabelle 5) berechnet, um einen Vergleich mit entsprechenden chemischen Anwendungen zu ermöglichen. Nach 24 Stunden waren die Isothiocyanate im Saatgut toxischer als die reinen Verbindungen. Die auf Basis der Isothiocyanatkonzentrationen in ppm berechneten LC50-Werte der Saatgutbehandlungen lagen unter den LC50-Werten für BITC, AITC und 4-HBITC. Wir beobachteten, wie Larven die Saatgutpellets fraßen (Abbildung 3A). Folglich könnten die Larven durch die Aufnahme der Saatgutpellets einer höheren Konzentration toxischer Isothiocyanate ausgesetzt sein. Dies zeigte sich besonders deutlich bei den Saatgutproben IG und PG nach 24 Stunden Exposition, deren LC50-Konzentrationen 75 % bzw. 72 % niedriger waren als bei den reinen AITC- bzw. 4-HBITC-Behandlungen. Die Behandlungen mit Ls und DFP waren toxischer als reines Isothiocyanat, mit um 24 % bzw. 41 % niedrigeren LC50-Werten. Die Larven der Kontrollgruppe verpuppten sich erfolgreich (Abb. 3B), während sich die meisten Larven der Saatmehlgruppe nicht verpuppten und ihre Entwicklung signifikant verzögert war (Abb. 3B,D). Bei Spodopteralitura werden Isothiocyanate mit Wachstumshemmung und Entwicklungsverzögerung in Verbindung gebracht.79
Larven der Gelbfiebermücke (Ae. Aedes aegypti) wurden 24–72 Stunden lang kontinuierlich Brassica-Samenpulver ausgesetzt. (A) Tote Larven mit Samenmehlpartikeln in den Mundwerkzeugen (eingekreist); (B) Die Kontrollbehandlung (dH₂O ohne Samenmehlzusatz) zeigt, dass die Larven normal wachsen und sich nach 72 Stunden verpuppen. (C, D) Mit Samenmehl behandelte Larven; diese zeigten Entwicklungsunterschiede und verpuppten sich nicht.
Wir haben den Wirkmechanismus von Isothiocyanaten auf Mückenlarven nicht untersucht. Frühere Studien an Roten Feuerameisen (Solenopsis invicta) haben jedoch gezeigt, dass die Hemmung der Glutathion-S-Transferase (GST) und Esterase (EST) der Hauptmechanismus der Bioaktivität von Isothiocyanaten ist und dass AITC selbst in geringer Konzentration die GST-Aktivität bei Roten Feuerameisen hemmen kann. Die Dosis beträgt 0,5 µg/ml80. Im Gegensatz dazu hemmt AITC die Acetylcholinesterase bei adulten Maiskäfern (Sitophilus zeamais)81. Ähnliche Studien sind erforderlich, um den Wirkmechanismus von Isothiocyanaten in Mückenlarven aufzuklären.
Wir verwenden eine hitzeinaktivierte DFP-Behandlung, um die Annahme zu stützen, dass die Hydrolyse pflanzlicher Glucosinolate zu reaktiven Isothiocyanaten als Mechanismus zur Bekämpfung von Mückenlarven durch Senfmehl dient. Das DFP-HT-Saatmehl war in den getesteten Aufwandmengen nicht toxisch. Lafarga et al.82 berichteten, dass Glucosinolate bei hohen Temperaturen empfindlich auf Abbau reagieren. Es wird erwartet, dass die Hitzebehandlung auch das Myrosinase-Enzym im Saatmehl denaturiert und die Hydrolyse von Glucosinolaten zu reaktiven Isothiocyanaten verhindert. Dies wurde auch von Okunade et al.75 bestätigt, die zeigten, dass Myrosinase temperaturempfindlich ist und ihre Aktivität vollständig inaktiviert wurde, wenn Senf-, Schwarzer Senf- und Blutwurzsamen Temperaturen über 80 °C ausgesetzt wurden. Diese Mechanismen könnten zum Verlust der insektiziden Wirkung von hitzebehandeltem DFP-Saatmehl führen.
Senfsaatmehl und seine drei Hauptisothiocyanate sind somit toxisch für Mückenlarven. Aufgrund dieser Unterschiede zwischen Senfsaatmehl und chemischen Behandlungen könnte dessen Einsatz eine wirksame Methode zur Mückenbekämpfung darstellen. Es besteht Bedarf an geeigneten Formulierungen und effektiven Ausbringungssystemen, um die Wirksamkeit und Stabilität der Anwendung von Senfsaatmehl zu verbessern. Unsere Ergebnisse deuten auf das Potenzial von Senfsaatmehl als Alternative zu synthetischen Pestiziden hin. Diese Technologie könnte sich zu einem innovativen Instrument zur Bekämpfung von Mücken als Krankheitsüberträger entwickeln. Da Mückenlarven in aquatischen Umgebungen gedeihen und die Glucosinolate im Senfsaatmehl bei Hydratation enzymatisch in aktive Isothiocyanate umgewandelt werden, bietet der Einsatz von Senfsaatmehl in mückenverseuchten Gewässern ein erhebliches Bekämpfungspotenzial. Obwohl die larvizide Wirkung der Isothiocyanate variiert (BITC > AITC > 4-HBITC), ist weitere Forschung erforderlich, um festzustellen, ob die Kombination von Senfsaatmehl mit mehreren Glucosinolaten die Toxizität synergistisch erhöht. Dies ist die erste Studie, die die insektizide Wirkung von entfettetem Kreuzblütlersamenmehl und drei bioaktiven Isothiocyanaten auf Stechmücken nachweist. Die Ergebnisse dieser Studie sind wegweisend, da sie zeigen, dass entfettetes Kohlsaatmehl, ein Nebenprodukt der Ölgewinnung aus den Samen, als vielversprechendes Larvizid zur Stechmückenbekämpfung dienen kann. Diese Erkenntnisse können die Entdeckung pflanzlicher Nützlinge und deren Entwicklung zu kostengünstigen, praktischen und umweltfreundlichen Biopestiziden fördern.
Die für diese Studie generierten Datensätze und die daraus resultierenden Analysen sind auf Anfrage beim korrespondierenden Autor erhältlich. Nach Abschluss der Studie wurden sämtliche verwendeten Materialien (Insekten und Saatenmehl) vernichtet.
Veröffentlichungsdatum: 29. Juli 2024