Um effektivMücken bekämpfenund um das Auftreten der von ihnen übertragenen Krankheiten zu verringern, sind strategische, nachhaltige und umweltfreundliche Alternativen zu chemischen Pestiziden erforderlich. Wir haben Samenmehl von bestimmten Brassicaceae (Familie Brassica) als Quelle für pflanzliche Isothiocyanate untersucht, die durch enzymatische Hydrolyse biologisch inaktiver Glucosinolate zur Bekämpfung der Ägyptischen Aedes (L., 1762) hergestellt werden. Fünffach entfettetes Samenmehl (Brassica juncea (L) Czern., 1859, Lepidium sativum L., 1753, Sinapis alba L., 1753, Thlaspi arvense L., 1753 und Thlaspi arvense – drei Hauptarten der thermischen Inaktivierung und des enzymatischen Abbaus. Chemische Produkte. Zur Bestimmung der Toxizität (LC50) von Allylisothiocyanat, Benzylisothiocyanat und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat gegenüber Aedes aegypti-Larven bei 24-stündiger Exposition = 0,04 g/120 ml dH2O). LC50-Werte für Senf, Weißen Senf und Schachtelhalm. Die Konzentrationen von Saatmehl betrugen 0,05, 0,08 bzw. 0,05 im Vergleich zu Allylisothiocyanat (LC50 = 19,35 ppm) und 4. -Hydroxybenzylisothiocyanat (LC50 = 55,41 ppm) war für die Larven 24 Stunden nach der Behandlung toxischer als 0,1 g/120 ml dH2O. Diese Ergebnisse stimmen mit der Herstellung von Luzerne-Saatmehl überein. Die höhere Wirksamkeit von Benzylestern entspricht den berechneten LC50-Werten. Die Verwendung von Saatmehl kann eine wirksame Methode zur Mückenbekämpfung darstellen. Die Wirksamkeit von Kreuzblütlersamenpulver und seinen wichtigsten chemischen Bestandteilen gegen Mückenlarven und zeigt, wie die natürlichen Verbindungen in Kreuzblütlersamenpulver als vielversprechendes umweltfreundliches Larvizid zur Mückenbekämpfung dienen können.
Von Aedes-Mücken verursachte, durch Vektoren übertragene Krankheiten bleiben ein großes globales Gesundheitsproblem. Die durch Mücken übertragenen Krankheiten breiten sich geografisch aus1,2,3 und treten erneut auf, was zu Ausbrüchen schwerer Erkrankungen führt4,5,6,7. Die Verbreitung von Krankheiten unter Mensch und Tier (z. B. Chikungunya, Dengue-Fieber, Rifttalfieber, Gelbfieber und Zika-Virus) ist beispiellos. Allein durch Dengue-Fieber sind in den Tropen etwa 3,6 Milliarden Menschen einer Infektionsgefahr ausgesetzt. Jährlich erkranken schätzungsweise 390 Millionen Menschen daran, was zu 6.100–24.300 Todesfällen pro Jahr führt8. Das Wiederauftreten und der Ausbruch des Zika-Virus in Südamerika haben weltweite Aufmerksamkeit erregt, da es bei Kindern infizierter Frauen Hirnschäden verursacht2. Kremer et al. 3 sagen voraus, dass sich das Verbreitungsgebiet der Aedes-Mücken weiter ausdehnen wird und bis 2050 die Hälfte der Weltbevölkerung dem Risiko einer Infektion durch von Mücken übertragene Arboviren ausgesetzt sein wird.
Mit Ausnahme der kürzlich entwickelten Impfstoffe gegen Dengue-Fieber und Gelbfieber gibt es gegen die meisten durch Mücken übertragenen Krankheiten noch keine Impfstoffe9,10,11. Impfstoffe sind noch immer nur in begrenzten Mengen verfügbar und werden nur in klinischen Studien eingesetzt. Die Bekämpfung von Mückenüberträgern mit synthetischen Insektiziden ist eine Schlüsselstrategie zur Eindämmung der Ausbreitung von durch Mücken übertragenen Krankheiten12,13. Synthetische Pestizide töten Mücken zwar wirksam ab, ihr fortgesetzter Einsatz wirkt sich jedoch negativ auf Nichtzielorganismen aus und belastet die Umwelt14,15,16. Noch besorgniserregender ist die zunehmende Resistenz der Mücken gegen chemische Insektizide17,18,19. Diese mit Pestiziden verbundenen Probleme haben die Suche nach wirksamen und umweltfreundlichen Alternativen zur Bekämpfung von Krankheitsüberträgern beschleunigt.
Verschiedene Pflanzen wurden als Quellen für Phytopestizide zur Schädlingsbekämpfung entwickelt20,21. Pflanzliche Substanzen sind im Allgemeinen umweltfreundlich, da sie biologisch abbaubar sind und eine geringe oder vernachlässigbare Toxizität für Nichtzielorganismen wie Säugetiere, Fische und Amphibien aufweisen20,22. Kräuterpräparate produzieren bekanntermaßen eine Vielzahl bioaktiver Verbindungen mit unterschiedlichen Wirkmechanismen zur wirksamen Bekämpfung verschiedener Lebensstadien von Mücken23,24,25,26. Pflanzliche Verbindungen wie ätherische Öle und andere aktive Pflanzenbestandteile haben an Aufmerksamkeit gewonnen und den Weg für innovative Mittel zur Bekämpfung von Mückenüberträgern geebnet. Ätherische Öle, Monoterpene und Sesquiterpene wirken als Repellentien, Fraßabwehrmittel und Ovizide27,28,29,30,31,32,33. Viele Pflanzenöle führen zum Tod von Mückenlarven, -puppen und -erwachsenen34,35,36 und beeinträchtigen das Nerven-, Atmungs-, Hormon- und andere wichtige Systeme der Insekten37.
Jüngste Studien haben Einblicke in das Verwendungspotenzial von Senfpflanzen und ihren Samen als Quelle bioaktiver Verbindungen gegeben. Senfkornmehl wurde als Biobegasungsmittel38,39,40,41 getestet und als Bodenverbesserungsmittel zur Unkrautunterdrückung42,43,44 und Kontrolle bodenbürtiger Pflanzenpathogene45,46,47,48,49,50, Pflanzenernährung, Nematoden41,51, 52, 53, 54 und Schädlingen55, 56, 57, 58, 59, 60 eingesetzt. Die fungizide Wirkung dieser Samenpulver wird pflanzenschützenden Verbindungen namens Isothiocyanate38,42,60 zugeschrieben. In Pflanzen werden diese Schutzstoffe in Form nicht-bioaktiver Glucosinolate in den Pflanzenzellen gespeichert. Wenn Pflanzen jedoch durch Insektenfraß oder eine Infektion mit Krankheitserregern geschädigt werden, werden Glucosinolate durch Myrosinase zu bioaktiven Isothiocyanaten hydrolysiert.55,61 Isothiocyanate sind flüchtige Verbindungen, die für ihre breite antimikrobielle und insektizide Wirkung bekannt sind, und ihre Struktur, biologische Aktivität und ihr Gehalt variieren stark zwischen den Brassicaceae-Arten42,59,62,63.
Obwohl aus Senfkornmehl gewonnene Isothiocyanate für ihre insektizide Wirkung bekannt sind, fehlen Daten zur biologischen Aktivität gegen medizinisch wichtige Arthropodenvektoren. Unsere Studie untersuchte die larvizide Aktivität von vier entfetteten Samenpulvern gegen Aedes-Mücken. Larven von Aedes aegypti. Ziel der Studie war es, ihren möglichen Einsatz als umweltfreundliche Biopestizide zur Mückenbekämpfung zu bewerten. Drei wichtige chemische Bestandteile des Samenmehls – Allylisothiocyanat (AITC), Benzylisothiocyanat (BITC) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (4-HBITC) – wurden ebenfalls getestet, um die biologische Aktivität dieser chemischen Bestandteile auf Mückenlarven zu prüfen. Dies ist der erste Bericht, der die Wirksamkeit von vier Kohlsamenpulvern und ihren wichtigsten chemischen Bestandteilen gegen Mückenlarven bewertet.
Laborkolonien von Aedes aegypti (Stamm Rockefeller) wurden bei 26 °C, 70 % relativer Luftfeuchtigkeit (RH) und 10:14 h (L:D-Photoperiode) gehalten. Begattete Weibchen wurden in Plastikkäfigen (Höhe 11 cm und Durchmesser 9,5 cm) untergebracht und über ein Flaschenfütterungssystem mit citratisiertem Rinderblut (HemoStat Laboratories Inc., Dixon, CA, USA) gefüttert. Die Blutfütterung erfolgte wie üblich mit einem Membran-Mehrfachglas-Fütterer (Chemglass, Life Sciences LLC, Vineland, NJ, USA), der an ein Umwälzwasserbad (HAAKE S7, Thermo-Scientific, Waltham, MA, USA) mit Temperaturkontrolle bei 37 °C angeschlossen war. Spannen Sie einen Film Parafilm M auf den Boden jeder Glasfütterungskammer (Fläche 154 mm2). Jeder Futterautomat wurde dann auf das obere Gitter gestellt, das den Käfig mit dem sich paarenden Weibchen bedeckte. Mithilfe einer Pasteurpipette (Fisherbrand, Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) wurden etwa 350–400 μl Rinderblut in einen Glastrichter gegeben und die erwachsenen Würmer mindestens eine Stunde lang abtropfen gelassen. Trächtige Weibchen erhielten dann eine 10%ige Saccharoselösung und durften Eier auf feuchtes Filterpapier legen, das in einzelnen ultraklaren Soufflé-Förmchen (à 354 ml, Dart Container Corp., Mason, MI, USA) ausgelegt war. Käfig mit Wasser füllen. Filterpapier mit Eiern in einen verschlossenen Beutel (SC Johnsons, Racine, WI) geben und bei 26 °C aufbewahren. Die Eier wurden ausgebrütet und etwa 200–250 Larven in Plastikschalen mit einer Mischung aus Kaninchenfutter (ZuPreem, Premium Natural Products, Inc., Mission, KS, USA) und Leberpulver (MP Biomedicals, LLC, Solon, OH, USA) aufgezogen. und Fischfilet (TetraMin, Tetra GMPH, Meer, Deutschland) im Verhältnis 2:1:1. In unseren Bioassays wurden Larven im späten dritten Stadium verwendet.
Das in dieser Studie verwendete Pflanzensaatgut stammte aus folgenden kommerziellen und staatlichen Quellen: Brassica juncea (Brauner Senf – Pacific Gold) und Brassica juncea (Weißer Senf – Ida Gold) von der Pacific Northwest Farmers‘ Cooperative, Bundesstaat Washington, USA; (Gartenkresse) von Kelly Seed and Hardware Co., Peoria, IL, USA und Thlaspi arvense (Acker-Hellerkraut – Elisabeth) von USDA-ARS, Peoria, IL, USA; Keines der in der Studie verwendeten Samen wurde mit Pestiziden behandelt. Das gesamte Saatgut wurde in dieser Studie gemäß den lokalen und nationalen Vorschriften und unter Einhaltung aller relevanten lokalen, staatlichen und nationalen Vorschriften verarbeitet und verwendet. In dieser Studie wurden keine gentechnisch veränderten Pflanzensorten untersucht.
Die Samen von Brassica juncea (PG), Alfalfa (Ls), Weißem Senf (IG) und Thlaspi arvense (DFP) wurden mit einer Retsch ZM200 Ultrazentrifugalmühle (Retsch, Haan, Deutschland) mit 0,75 mm Maschenweite und Edelstahlrotor, 12 Zähnen, 10.000 U/min (Tabelle 1) zu einem feinen Pulver gemahlen. Das gemahlene Samenpulver wurde in eine Papierhülse gegeben und 24 h in einem Soxhlet-Apparat mit Hexan entfettet. Eine Teilprobe des entfetteten Ackersenfs wurde 1 h lang bei 100 °C wärmebehandelt, um Myrosinase zu denaturieren und die Hydrolyse von Glucosinolaten zur Bildung biologisch aktiver Isothiocyanate zu verhindern. Wärmebehandeltes Schachtelhalmsamenpulver (DFP-HT) wurde durch Denaturierung der Myrosinase als Negativkontrolle verwendet.
Der Glucosinolatgehalt von entfettetem Saatmehl wurde in dreifacher Ausfertigung mittels Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) gemäß einem zuvor veröffentlichten Protokoll 64 bestimmt. Kurz gesagt wurden 3 ml Methanol zu einer 250 mg Probe entfetteten Saatpulvers gegeben. Jede Probe wurde 30 Minuten in einem Wasserbad mit Ultraschall behandelt und 16 Stunden bei 23 °C im Dunkeln stehen gelassen. Ein 1 ml Aliquot der organischen Schicht wurde dann durch einen 0,45 μm Filter in einen Autosampler gefiltert. Auf einem Shimadzu HPLC-System (zwei LC 20AD-Pumpen; SIL 20A-Autosampler; DGU 20As-Entgaser; SPD-20A-UV-VIS-Detektor zur Überwachung bei 237 nm; und CBM-20A-Kommunikationsbusmodul) wurde der Glucosinolatgehalt von Saatmehl in dreifacher Ausfertigung bestimmt. unter Verwendung der Shimadzu LC Solution Software Version 1.25 (Shimadzu Corporation, Columbia, MD, USA). Als Säule diente eine C18 Inertsil Umkehrphasensäule (250 mm × 4,6 mm; RP C-18, ODS-3, 5u; GL Sciences, Torrance, CA, USA). Die anfänglichen Bedingungen der mobilen Phase wurden auf 12 % Methanol/88 % 0,01 M Tetrabutylammoniumhydroxid in Wasser (TBAH; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) mit einer Flussrate von 1 ml/min eingestellt. Nach Injektion von 15 μl Probe wurden die anfänglichen Bedingungen 20 Minuten lang aufrechterhalten, dann wurde das Lösungsmittelverhältnis auf 100 % Methanol eingestellt, wobei die Gesamtanalysezeit der Probe 65 Minuten betrug. Zur Bestimmung des Schwefelgehalts von entfettetem Saatmehl wurde eine Standardkurve (nM/mAb-basiert) durch serielle Verdünnung frisch hergestellter Sinapin-, Glucosinolat- und Myrosin-Standards (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) erstellt. Die Glucosinolatkonzentrationen in den Proben wurden auf einem Agilent 1100 HPLC (Agilent, Santa Clara, CA, USA) unter Verwendung der OpenLAB CDS ChemStation Version (C.01.07 SR2 [255]) mit gleicher Säule und nach einer zuvor beschriebenen Methode getestet. Die Glucosinolatkonzentrationen wurden bestimmt; sie waren zwischen HPLC-Systemen vergleichbar.
Allylisothiocyanat (94 %, stabil) und Benzylisothiocyanat (98 %) wurden von Fisher Scientific (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) bezogen. 4-Hydroxybenzylisothiocyanat wurde von ChemCruz (Santa Cruz Biotechnology, CA, USA) bezogen. Bei der enzymatischen Hydrolyse durch Myrosinase bilden Glucosinolate, Glucosinolate und Glucosinolate jeweils Allylisothiocyanat, Benzylisothiocyanat und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat.
Laborbioassays wurden entsprechend der Methode von Muturi et al. 32 mit Modifikationen durchgeführt. In der Studie wurden fünf fettarme Saatfuttermittel verwendet: DFP, DFP-HT, IG, PG und Ls. Zwanzig Larven wurden in einen 400 ml Einweg-Dreiwegebecher (VWR International, LLC, Radnor, PA, USA) mit 120 ml deionisiertem Wasser (dH2O) gegeben. Sieben Saatmehlkonzentrationen wurden auf ihre Toxizität gegenüber Mückenlarven getestet: 0,01, 0,02, 0,04, 0,06, 0,08, 0,1 und 0,12 g Saatmehl/120 ml dH2O für DFP-Saatmehl, DFP-HT, IG und PG. Vorläufige Bioassays deuten darauf hin, dass entfettetes Ls-Saatmehl toxischer ist als vier andere getestete Saatmehle. Daher haben wir die sieben Behandlungskonzentrationen des Ls-Samenmehls auf die folgenden Konzentrationen angepasst: 0,015, 0,025, 0,035, 0,045, 0,055, 0,065 und 0,075 g/120 ml dH2O.
Eine unbehandelte Kontrollgruppe (dH2O, ohne Samenmehlzusatz) wurde einbezogen, um die normale Insektensterblichkeit unter Testbedingungen zu beurteilen. Toxikologische Biotests für jedes Samenmehl umfassten drei Replikate von drei geneigten Bechern (20 Larven im späten dritten Stadium pro Becher), insgesamt also 108 Fläschchen. Die behandelten Behälter wurden bei Zimmertemperatur (20–21 °C) gelagert und die Larvensterblichkeit wurde während 24 und 72 Stunden kontinuierlicher Exposition gegenüber den Behandlungskonzentrationen aufgezeichnet. Wenn sich Körper und Gliedmaßen der Mücke beim Einstechen oder Berühren mit einem dünnen Edelstahlspatel nicht bewegen, gelten die Mückenlarven als tot. Tote Larven bleiben normalerweise bewegungslos in Rücken- oder Bauchlage am Boden des Behälters oder auf der Wasseroberfläche liegen. Das Experiment wurde dreimal an verschiedenen Tagen mit verschiedenen Larvengruppen wiederholt, sodass insgesamt 180 Larven jeder Behandlungskonzentration ausgesetzt waren.
Die Toxizität von AITC, BITC und 4-HBITC gegenüber Mückenlarven wurde mit demselben Bioassay-Verfahren, aber mit unterschiedlichen Behandlungen, beurteilt. Bereiten Sie 100.000 ppm-Stammlösungen für jede Chemikalie vor, indem Sie 100 µl der Chemikalie zu 900 µl absolutem Ethanol in einem 2-ml-Zentrifugenröhrchen geben und 30 Sekunden schütteln, um alles gründlich zu vermischen. Die Behandlungskonzentrationen wurden auf Grundlage unserer vorläufigen Bioassays bestimmt, die ergaben, dass BITC viel toxischer ist als AITC und 4-HBITC. Zur Bestimmung der Toxizität wurden 5 Konzentrationen von BITC (1, 3, 6, 9 und 12 ppm), 7 Konzentrationen von AITC (5, 10, 15, 20, 25, 30 und 35 ppm) und 6 Konzentrationen von 4-HBITC (15, 15, 20, 25, 30 und 35 ppm) verwendet. 30, 45, 60, 75 und 90 ppm). Die Kontrollbehandlung wurde mit 108 μl absolutem Ethanol injiziert, was dem maximalen Volumen der chemischen Behandlung entspricht. Die Bioassays wurden wie oben beschrieben wiederholt, wobei insgesamt 180 Larven pro Behandlungskonzentration exponiert wurden. Die Larvenmortalität wurde für jede Konzentration von AITC, BITC und 4-HBITC nach 24 Stunden kontinuierlicher Exposition aufgezeichnet.
Die Probit-Analyse von 65 dosisbezogenen Mortalitätsdaten wurde mit der Polo-Software (Polo Plus, LeOra Software, Version 1.0) durchgeführt, um die 50 % letale Konzentration (LC50), die 90 % letale Konzentration (LC90), die Steigung, den letalen Dosiskoeffizienten und die 95 % letale Konzentration zu berechnen, basierend auf Konfidenzintervallen für letale Dosisverhältnisse für logarithmisch transformierte Konzentrations- und Dosis-Mortalitätskurven. Die Mortalitätsdaten basieren auf kombinierten Replikatdaten von 180 Larven, die jeder Behandlungskonzentration ausgesetzt waren. Probabilistische Analysen wurden separat für jedes Samenmehl und jede chemische Komponente durchgeführt. Basierend auf dem 95 %-Konfidenzintervall des letalen Dosisverhältnisses wurde die Toxizität von Samenmehl und chemischen Bestandteilen für Mückenlarven als signifikant unterschiedlich erachtet, sodass ein Konfidenzintervall mit einem Wert von 1 keinen signifikanten Unterschied aufwies, P = 0,0566.
Die HPLC-Ergebnisse zur Bestimmung der wichtigsten Glucosinolate in den entfetteten Samenmehlen DFP, IG, PG und Ls sind in Tabelle 1 aufgeführt. Die wichtigsten Glucosinolate in den getesteten Samenmehlen variierten mit Ausnahme von DFP und PG, die beide Myrosinase-Glucosinolate enthielten. Der Myrosiningehalt in PG war höher als in DFP und betrug 33,3 ± 1,5 bzw. 26,5 ± 0,9 mg/g. Ls-Samenpulver enthielt 36,6 ± 1,2 mg/g Glucoglycon, während IG-Samenpulver 38,0 ± 0,5 mg/g Sinapin enthielt.
Larven der Mücke Ae. Aedes aegypti wurden durch Behandlung mit entfettetem Samenmehl getötet, obwohl die Wirksamkeit der Behandlung je nach Pflanzenart variierte. Nur DFP-NT war nach 24 und 72 Stunden Exposition nicht toxisch für Mückenlarven (Tabelle 2). Die Toxizität des aktiven Samenpulvers nahm mit zunehmender Konzentration zu (Abb. 1A, B). Die Toxizität des Samenmehls für Mückenlarven variierte signifikant basierend auf dem 95%-KI des letalen Dosisverhältnisses der LC50-Werte bei Bewertungen nach 24 und 72 Stunden (Tabelle 3). Nach 24 Stunden war die toxische Wirkung von Ls-Samenmehl größer als bei anderen Samenmehlbehandlungen, mit der höchsten Aktivität und maximalen Toxizität für die Larven (LC50 = 0,04 g/120 ml dH2O). Die Larven reagierten nach 24 Stunden weniger empfindlich auf DFP als bei den Behandlungen mit IG-, Ls- und PG-Samenpulver. Die LC50-Werte lagen bei 0,115, 0,04 und 0,08 g/120 ml dH2O und waren damit statistisch höher als der LC50-Wert von 0,211 g/120 ml dH2O (Tabelle 3). Die LC90-Werte von DFP, IG, PG und Ls betrugen 0,376, 0,275, 0,137 bzw. 0,074 g/120 ml dH2O (Tabelle 2). Die höchste DPP-Konzentration betrug 0,12 g/120 ml dH2O. Nach 24-stündiger Bewertung betrug die durchschnittliche Larvenmortalität nur 12 %, während die durchschnittliche Mortalität der IG- und PG-Larven 51 % bzw. 82 % erreichte. Nach 24 Stunden Auswertung betrug die durchschnittliche Larvensterblichkeit bei der höchsten Konzentration der Ls-Samenmehlbehandlung (0,075 g/120 ml dH2O) 99 % (Abb. 1A).
Die Mortalitätskurven wurden anhand der Dosis-Wirkungs-Beziehung (Probit) von Ae. Egyptian-Larven (Larven im 3. Stadium) auf die Saatmehlkonzentration 24 Stunden (A) und 72 Stunden (B) nach der Behandlung geschätzt. Die gepunktete Linie stellt die LC50 der Saatmehlbehandlung dar. DFP Thlaspi arvense, DFP-HT Hitzeinaktiviertes Thlaspi arvense, IG Sinapsis alba (Ida Gold), PG Brassica juncea (Pacific Gold), Ls Lepidium sativum.
Nach 72 Stunden betrugen die LC50-Werte von DFP-, IG- und PG-Samenmehl 0,111, 0,085 bzw. 0,051 g/120 ml dH2O. Fast alle Larven, die Ls-Samenmehl ausgesetzt waren, starben nach 72 Stunden, sodass die Mortalitätsdaten nicht mit der Probit-Analyse übereinstimmten. Im Vergleich zu anderen Samenmehlen reagierten die Larven weniger empfindlich auf die Behandlung mit DFP-Samenmehl und wiesen statistisch höhere LC50-Werte auf (Tabellen 2 und 3). Nach 72 Stunden wurden die LC50-Werte für die Behandlungen mit DFP-, IG- und PG-Samenmehl auf 0,111, 0,085 bzw. 0,05 g/120 ml dH2O geschätzt. Nach 72 Stunden Auswertung betrugen die LC90-Werte der DFP-, IG- und PG-Samenpulver 0,215, 0,254 bzw. 0,138 g/120 ml dH2O. Nach 72 Stunden Auswertung betrug die durchschnittliche Larvenmortalität bei den Behandlungen mit DFP-, IG- und PG-Samenmehl bei einer maximalen Konzentration von 0,12 g/120 ml dH2O 58 %, 66 % bzw. 96 % (Abb. 1B). Nach 72-stündiger Auswertung erwies sich PG-Samenmehl als toxischer als IG- und DFP-Samenmehl.
Synthetische Isothiocyanate, Allylisothiocyanat (AITC), Benzylisothiocyanat (BITC) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (4-HBITC) können Mückenlarven wirksam abtöten. 24 Stunden nach der Behandlung war BITC mit einem LC50-Wert von 5,29 ppm toxischer für die Larven als AITC (19,35 ppm) und 4-HBITC (55,41 ppm) (Tabelle 4). Im Vergleich zu AITC und BITC ist 4-HBITC weniger toxisch und hat einen höheren LC50-Wert. Es gibt signifikante Unterschiede in der Toxizität der beiden wichtigsten Isothiocyanate (Ls und PG) im wirksamsten Saatmehl für Mückenlarven. Die Toxizität basierend auf dem letalen Dosisverhältnis der LC50-Werte zwischen AITC, BITC und 4-HBITC zeigte einen statistischen Unterschied, sodass das 95%-KI des LC50-letalen Dosisverhältnisses keinen Wert von 1 enthielt (P = 0,05, Tabelle 4). Die höchsten Konzentrationen von BITC und AITC töteten schätzungsweise 100 % der getesteten Larven (Abbildung 2).
Die Mortalitätskurven wurden anhand der Dosis-Wirkungs-Beziehung (Probit) von Ae. geschätzt. 24 Stunden nach der Behandlung erreichten ägyptische Larven (Larven im 3. Stadium) synthetische Isothiocyanat-Konzentrationen. Die gepunktete Linie stellt die LC50 für die Isothiocyanat-Behandlung dar. Benzylisothiocyanat BITC, Allylisothiocyanat AITC und 4-HBITC.
Der Einsatz pflanzlicher Biopestizide zur Bekämpfung von Mücken wird seit langem untersucht. Viele Pflanzen produzieren natürliche Chemikalien mit insektizider Wirkung37. Ihre bioaktiven Verbindungen stellen eine attraktive Alternative zu synthetischen Insektiziden dar und bieten großes Potenzial zur Bekämpfung von Schädlingen, einschließlich Mücken.
Senfpflanzen werden wegen ihrer Samen angebaut und als Gewürz und Ölquelle verwendet. Wenn aus den Samen Senföl extrahiert wird oder wenn Senf zur Verwendung als Biokraftstoff extrahiert wird,69 entsteht als Nebenprodukt entfettetes Samenmehl. Dieses Samenmehl behält viele seiner natürlichen biochemischen Bestandteile und hydrolytischen Enzyme. Die Toxizität dieses Samenmehls wird auf die Produktion von Isothiocyanaten zurückgeführt55,60,61. Isothiocyanate entstehen durch die Hydrolyse von Glucosinolaten durch das Enzym Myrosinase während der Hydratisierung des Samenmehls38,55,70 und sind für ihre fungizide, bakterizide, nematizide und insektizide Wirkung sowie für weitere Eigenschaften bekannt, darunter chemisch-sensorische Effekte und chemotherapeutische Eigenschaften61,62,70. Mehrere Studien haben gezeigt, dass Senfpflanzen und -samenmehl als Begasungsmittel wirksam gegen Boden- und Vorratsschädlinge sind57,59,71,72. In dieser Studie untersuchten wir die Toxizität von Vierkornmehl und seinen drei bioaktiven Produkten AITC, BITC und 4-HBITC gegenüber Aedes-Mückenlarven. Aedes aegypti. Die direkte Zugabe von Vierkornmehl zu Wasser mit Mückenlarven aktiviert voraussichtlich enzymatische Prozesse zur Produktion von für Mückenlarven giftigen Isothiocyanaten. Diese Biotransformation wurde teilweise durch die beobachtete larvizide Wirkung des Vierkornmehls und den Verlust der insektiziden Wirkung nachgewiesen, wenn Zwergsenfmehl vor der Verwendung wärmebehandelt wurde. Die Wärmebehandlung zerstört voraussichtlich die hydrolytischen Enzyme, die Glucosinolate aktivieren, und verhindert so die Bildung bioaktiver Isothiocyanate. Dies ist die erste Studie, die die insektiziden Eigenschaften von Kohlsamenpulver gegen Mücken in einer aquatischen Umgebung bestätigt.
Von den getesteten Samenpulvern war Brunnenkressesamenpulver (Ls) das giftigste und verursachte eine hohe Sterblichkeitsrate bei Aedes albopictus. Aedes aegypti-Larven wurden 24 Stunden lang ununterbrochen behandelt. Die übrigen drei Samenpulver (PG, IG und DFP) waren langsamer aktiv und verursachten nach 72 Stunden kontinuierlicher Behandlung immer noch eine signifikante Sterblichkeit. Nur Ls-Samenmehl enthielt nennenswerte Mengen an Glucosinolaten, während PG und DFP Myrosinase und IG Glucosinolat als Hauptglucosinolat enthielten (Tabelle 1). Glucotropaeolin wird zu BITC hydrolysiert und Sinalbin zu 4-HBITC61,62. Unsere Bioassay-Ergebnisse zeigen, dass sowohl Ls-Samenmehl als auch synthetisches BITC für Mückenlarven hochgiftig sind. Der Hauptbestandteil von PG- und DFP-Samenmehl ist Myrosinase-Glucosinolat, das zu AITC hydrolysiert wird. AITC tötet Mückenlarven mit einem LC50-Wert von 19,35 ppm wirksam ab. Im Vergleich zu AITC und BITC ist 4-HBITC-Isothiocyanat für Larven am wenigsten toxisch. Obwohl AITC weniger toxisch als BITC ist, sind ihre LC50-Werte niedriger als bei vielen an Mückenlarven getesteten ätherischen Ölen32,73,74,75.
Unser Kreuzblütlersamenpulver zur Verwendung gegen Mückenlarven enthält ein wichtiges Glucosinolat, das laut HPLC über 98–99 % aller Glucosinolate ausmacht. Spuren anderer Glucosinolate wurden nachgewiesen, ihre Konzentration betrug jedoch weniger als 0,3 % der Gesamtglucosinolate. Brunnenkressesamenpulver (L. sativum) enthält sekundäre Glucosinolate (Sinigrin), ihr Anteil beträgt jedoch 1 % der Gesamtglucosinolate und ihr Gehalt ist immer noch unbedeutend (ca. 0,4 mg/g Samenpulver). Obwohl PG und DFP dasselbe Hauptglucosinolat (Myrosin) enthalten, unterscheidet sich die larvizide Aktivität ihrer Samenmehle aufgrund ihrer LC50-Werte erheblich. Die Toxizität gegenüber Echtem Mehltau variiert. Das Auftreten von Aedes aegypti-Larven kann auf Unterschiede in der Myrosinaseaktivität oder -stabilität zwischen den beiden Samenfuttern zurückzuführen sein. Die Myrosinaseaktivität spielt eine wichtige Rolle bei der Bioverfügbarkeit von Hydrolyseprodukten wie Isothiocyanaten in Brassicaceae-Pflanzen.76 Frühere Berichte von Pocock et al.77 und Wilkinson et al.78 haben gezeigt, dass Veränderungen der Myrosinaseaktivität und -stabilität auch mit genetischen und Umweltfaktoren zusammenhängen können.
Der erwartete Gehalt an bioaktivem Isothiocyanat wurde basierend auf den LC50-Werten jedes Saatmehls nach 24 und 72 Stunden berechnet (Tabelle 5), um ihn mit entsprechenden chemischen Anwendungen zu vergleichen. Nach 24 Stunden waren die Isothiocyanate im Saatmehl giftiger als die reinen Verbindungen. Die basierend auf Teilen pro Million (ppm) der Isothiocyanat-Saatgutbehandlungen berechneten LC50-Werte waren niedriger als die LC50-Werte für BITC-, AITC- und 4-HBITC-Anwendungen. Wir haben Larven beim Verzehr von Saatmehlpellets beobachtet (Abbildung 3A). Folglich können Larven durch die Aufnahme von Saatmehlpellets einer konzentrierteren Exposition gegenüber giftigen Isothiocyanaten ausgesetzt sein. Dies war am deutlichsten bei den IG- und PG-Saatmehlbehandlungen nach 24-stündiger Exposition, bei denen die LC50-Konzentrationen 75 % bzw. 72 % niedriger waren als bei den reinen AITC- und 4-HBITC-Behandlungen. Die Behandlungen mit Ls und DFP waren toxischer als reines Isothiocyanat, mit um 24 % bzw. 41 % niedrigeren LC50-Werten. Die Larven der Kontrollbehandlung verpuppten sich erfolgreich (Abb. 3B), während sich die meisten Larven der Behandlung mit Saatmehl nicht verpuppten und die Larvenentwicklung deutlich verzögert war (Abb. 3B,D). Bei Spodopteralitura werden Isothiocyanate mit Wachstumsverzögerungen und Entwicklungsverzögerungen in Verbindung gebracht79.
Larven der Mücke Ae. Aedes aegypti wurden 24–72 Stunden lang kontinuierlich Brassica-Samenpulver ausgesetzt. (A) Tote Larven mit Samenmehlpartikeln in den Mundwerkzeugen (eingekreist); (B) Kontrollbehandlung (dH2O ohne zugesetztes Samenmehl) zeigt, dass die Larven normal wachsen und sich nach 72 Stunden zu verpuppen beginnen (C, D) Mit Samenmehl behandelte Larven; das Samenmehl zeigte Unterschiede in der Entwicklung und verpuppte sich nicht.
Wir haben den Mechanismus der toxischen Wirkung von Isothiocyanaten auf Mückenlarven nicht untersucht. Frühere Studien an Roten Feuerameisen (Solenopsis invicta) haben jedoch gezeigt, dass die Hemmung der Glutathion-S-Transferase (GST) und -Esterase (EST) der Hauptmechanismus der Bioaktivität von Isothiocyanaten ist und dass AITC, selbst bei geringer Aktivität, auch die GST-Aktivität hemmen kann. Rote importierte Feuerameisen in niedrigen Konzentrationen. Die Dosis beträgt 0,5 µg/ml80. Im Gegensatz dazu hemmt AITC die Acetylcholinesterase bei erwachsenen Kornkäfern (Sitophilus zeamais)81. Ähnliche Studien müssen durchgeführt werden, um den Mechanismus der Isothiocyanat-Aktivität bei Mückenlarven aufzuklären.
Wir verwenden eine hitzeinaktivierte DFP-Behandlung, um die Annahme zu untermauern, dass die Hydrolyse pflanzlicher Glucosinolate zur Bildung reaktiver Isothiocyanate als Mechanismus zur Mückenlarvenbekämpfung durch Senfkornmehl dient. DFP-HT-Samenmehl war bei den getesteten Anwendungsmengen nicht toxisch. Lafarga et al. 82 berichteten, dass Glucosinolate empfindlich auf Zersetzung bei hohen Temperaturen reagieren. Man geht außerdem davon aus, dass die Hitzebehandlung das Enzym Myrosinase im Samenmehl denaturiert und die Hydrolyse von Glucosinolaten zur Bildung reaktiver Isothiocyanate verhindert. Dies wurde auch von Okunade et al. 75 bestätigt, die zeigten, dass Myrosinase temperaturempfindlich ist, indem sie zeigten, dass die Myrosinaseaktivität vollständig inaktiviert wurde, als Senf-, Schwarzer Senf- und Blutwurzsamen Temperaturen über 80 °C ausgesetzt wurden. Diese Mechanismen können zum Verlust der insektiziden Aktivität von hitzebehandeltem DFP-Samenmehl führen.
Somit sind Senfkornmehl und seine drei wichtigsten Isothiocyanate für Mückenlarven giftig. Angesichts dieser Unterschiede zwischen Senfkornmehl und chemischen Behandlungen kann die Verwendung von Senfkornmehl eine wirksame Methode zur Mückenbekämpfung sein. Es müssen geeignete Formulierungen und wirksame Verabreichungssysteme gefunden werden, um die Wirksamkeit und Stabilität von Senfkornpulvern zu verbessern. Unsere Ergebnisse weisen auf die mögliche Verwendung von Senfkornmehl als Alternative zu synthetischen Pestiziden hin. Diese Technologie könnte zu einem innovativen Instrument zur Kontrolle von Mückenüberträgern werden. Da Mückenlarven in aquatischen Umgebungen gedeihen und die Glucosinolate des Senfkornmehls bei Hydratisierung enzymatisch in aktive Isothiocyanate umgewandelt werden, bietet die Verwendung von Senfkornmehl in mückenverseuchten Gewässern ein erhebliches Kontrollpotenzial. Obwohl die larvizide Aktivität von Isothiocyanaten variiert (BITC > AITC > 4-HBITC), bedarf es weiterer Forschung, um festzustellen, ob die Kombination von Senfkornmehl mit mehreren Glucosinolaten die Toxizität synergistisch erhöht. Dies ist die erste Studie, die die insektizide Wirkung von entfettetem Kreuzblütlersamenmehl und drei bioaktiven Isothiocyanaten auf Mücken nachweist. Die Ergebnisse dieser Studie sind bahnbrechend und zeigen, dass entfettetes Kohlsamenmehl, ein Nebenprodukt der Ölgewinnung aus den Samen, ein vielversprechendes larvizides Mittel zur Mückenbekämpfung sein könnte. Diese Informationen können dazu beitragen, die Entdeckung neuer biologischer Pflanzenschutzmittel und deren Entwicklung zu kostengünstigen, praktischen und umweltfreundlichen Biopestiziden voranzutreiben.
Die für diese Studie erstellten Datensätze und die daraus resultierenden Analysen sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich. Am Ende der Studie wurden alle in der Studie verwendeten Materialien (Insekten und Samenmehl) vernichtet.
Veröffentlichungszeit: 29. Juli 2024