Um effektivMücken bekämpfenund um das Auftreten der von ihnen übertragenen Krankheiten zu verringern, bedarf es strategischer, nachhaltiger und umweltfreundlicher Alternativen zu chemischen Pestiziden. Wir haben Samenmehl von bestimmten Brassicaceae (Familie Brassica) als Quelle für pflanzliche Isothiocyanate, die durch enzymatische Hydrolyse biologisch inaktiver Glucosinolate hergestellt werden, zur Bekämpfung der Ägyptischen Aedes (L., 1762) untersucht. Fünffach entfettetes Samenmehl (Brassica juncea (L) Czern., 1859, Lepidium sativum L., 1753, Sinapis alba L., 1753, Thlaspi arvense L., 1753 und Thlaspi arvense – drei Hauptarten der thermischen Inaktivierung und des enzymatischen Abbaus. Chemische Produkte zur Bestimmung der Toxizität (LC50) von Allylisothiocyanat, Benzylisothiocyanat und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat gegenüber Aedes aegypti-Larven bei 24-stündiger Exposition = 0,04 g/120 ml dH2O). LC50-Werte für Senf, Weißen Senf und Schachtelhalm. Die Konzentrationen von Saatmehl betrugen 0,05, 0,08 bzw. 0,05 im Vergleich zu Allylisothiocyanat (LC50 = 19,35 ppm) und 4. -Hydroxybenzylisothiocyanat (LC50 = 55,41 ppm) war für die Larven 24 Stunden nach der Behandlung toxischer als 0,1 g/120 ml dH2O. Diese Ergebnisse stimmen mit der Herstellung von Luzerne-Saatmehl überein. Die höhere Wirksamkeit von Benzylestern entspricht den berechneten LC50-Werten. Die Verwendung von Saatmehl kann eine wirksame Methode zur Mückenbekämpfung darstellen. Die Wirksamkeit von Kreuzblütlersamenpulver und seinen wichtigsten chemischen Bestandteilen gegen Mückenlarven zeigt, wie die natürlichen Verbindungen in Kreuzblütlersamenpulver als vielversprechendes umweltfreundliches Larvizid zur Mückenbekämpfung dienen können.
Von Aedes-Mücken verursachte, durch Vektoren übertragene Krankheiten stellen weltweit nach wie vor ein erhebliches Gesundheitsproblem dar. Die durch Mücken übertragenen Krankheiten breiten sich geografisch aus1,2,3 und treten erneut auf, was zu Ausbrüchen schwerer Erkrankungen führt4,5,6,7. Die Verbreitung von Krankheiten unter Mensch und Tier (z. B. Chikungunya, Dengue-Fieber, Rifttalfieber, Gelbfieber und Zika-Virus) ist beispiellos. Allein durch Dengue-Fieber sind in den Tropen etwa 3,6 Milliarden Menschen gefährdet. Jährlich erkranken schätzungsweise 390 Millionen Menschen daran, was zu 6.100–24.300 Todesfällen pro Jahr führt8. Das Wiederauftreten und der Ausbruch des Zika-Virus in Südamerika haben weltweite Aufmerksamkeit erregt, da es bei Kindern infizierter Frauen Hirnschäden verursacht2. Kremer et al. 3 sagen voraus, dass sich das Verbreitungsgebiet der Aedes-Mücken weiter ausdehnen wird und bis 2050 die Hälfte der Weltbevölkerung dem Risiko einer Infektion durch von Mücken übertragene Arboviren ausgesetzt sein wird.
Mit Ausnahme der kürzlich entwickelten Impfstoffe gegen Dengue- und Gelbfieber gibt es gegen die meisten durch Mücken übertragenen Krankheiten noch keine Impfstoffe9,10,11. Impfstoffe sind noch in begrenzten Mengen verfügbar und werden nur in klinischen Studien eingesetzt. Die Bekämpfung von Mückenüberträgern mit synthetischen Insektiziden ist eine Schlüsselstrategie zur Eindämmung der Ausbreitung von durch Mücken übertragenen Krankheiten12,13. Obwohl synthetische Pestizide Mücken wirksam abtöten, wirkt sich ihr fortgesetzter Einsatz negativ auf Nichtzielorganismen aus und belastet die Umwelt14,15,16. Noch besorgniserregender ist die zunehmende Resistenz der Mücken gegen chemische Insektizide17,18,19. Diese mit Pestiziden verbundenen Probleme haben die Suche nach wirksamen und umweltfreundlichen Alternativen zur Bekämpfung von Krankheitsüberträgern beschleunigt.
Verschiedene Pflanzen wurden als Quellen für Phytopestizide zur Schädlingsbekämpfung entwickelt20,21. Pflanzliche Substanzen sind im Allgemeinen umweltfreundlich, da sie biologisch abbaubar sind und eine geringe oder vernachlässigbare Toxizität für Nichtzielorganismen wie Säugetiere, Fische und Amphibien aufweisen20,22. Kräuterpräparate produzieren bekanntermaßen eine Vielzahl bioaktiver Verbindungen mit unterschiedlichen Wirkmechanismen zur wirksamen Bekämpfung verschiedener Lebensstadien von Mücken23,24,25,26. Pflanzliche Verbindungen wie ätherische Öle und andere aktive Pflanzenbestandteile haben an Bedeutung gewonnen und den Weg für innovative Mittel zur Bekämpfung von Mückenüberträgern geebnet. Ätherische Öle, Monoterpene und Sesquiterpene wirken als Repellentien, Fraßabwehrmittel und Ovizide27,28,29,30,31,32,33. Viele Pflanzenöle führen zum Tod von Mückenlarven, -puppen und -erwachsenen34,35,36 und beeinträchtigen das Nerven-, Atmungs-, Hormon- und andere wichtige Systeme von Insekten37.
Jüngste Studien geben Einblicke in das Potenzial von Senfpflanzen und ihren Samen als Quelle bioaktiver Verbindungen. Senfkornmehl wurde als Biobegasungsmittel38,39,40,41 getestet und als Bodenverbesserer zur Unkrautbekämpfung42,43,44 und zur Bekämpfung bodenbürtiger Pflanzenpathogene45,46,47,48,49,50, Pflanzenernährung, Nematoden41,51, 52, 53, 54 und Schädlingen55, 56, 57, 58, 59, 60 eingesetzt. Die fungizide Wirkung dieser Samenpulver wird auf pflanzenschützende Verbindungen, sogenannte Isothiocyanate38,42,60, zurückgeführt. In Pflanzen werden diese Schutzstoffe in Form nicht-bioaktiver Glucosinolate in den Zellen gespeichert. Wenn Pflanzen jedoch durch Insektenfraß oder eine Infektion mit Krankheitserregern geschädigt werden, werden Glucosinolate durch Myrosinase zu bioaktiven Isothiocyanaten hydrolysiert. 55, 61 Isothiocyanate sind flüchtige Verbindungen, die für ihre breite antimikrobielle und insektizide Wirkung bekannt sind. Ihre Struktur, biologische Aktivität und ihr Gehalt variieren jedoch stark zwischen den Brassicaceae-Arten 42, 59, 62, 63.
Obwohl bekannt ist, dass aus Senfkornmehl gewonnene Isothiocyanate eine insektizide Wirkung haben, fehlen Daten zur biologischen Aktivität gegen medizinisch wichtige Arthropodenvektoren. Unsere Studie untersuchte die larvizide Aktivität von vier entfetteten Samenpulvern gegen Aedes-Mücken. Larven von Aedes aegypti. Ziel der Studie war es, ihren möglichen Einsatz als umweltfreundliche Biopestizide zur Mückenbekämpfung zu bewerten. Drei wichtige chemische Bestandteile des Samenmehls – Allylisothiocyanat (AITC), Benzylisothiocyanat (BITC) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (4-HBITC) – wurden ebenfalls getestet, um die biologische Aktivität dieser chemischen Bestandteile auf Mückenlarven zu prüfen. Dies ist der erste Bericht, der die Wirksamkeit von vier Kohlsamenpulvern und ihren wichtigsten chemischen Bestandteilen gegen Mückenlarven bewertet.
Laborkolonien von Aedes aegypti (Stamm Rockefeller) wurden bei 26 °C, 70 % relativer Luftfeuchtigkeit (RH) und 10:14 h (L:D-Photoperiode) gehalten. Begattete Weibchen wurden in Plastikkäfigen (Höhe 11 cm und Durchmesser 9,5 cm) untergebracht und über ein Flaschenfütterungssystem mit citratisiertem Rinderblut (HemoStat Laboratories Inc., Dixon, CA, USA) gefüttert. Die Blutfütterung erfolgte wie üblich mit einem Membran-Mehrfachglas-Fütterer (Chemglass, Life Sciences LLC, Vineland, NJ, USA), der an ein Umwälzwasserbad (HAAKE S7, Thermo-Scientific, Waltham, MA, USA) mit Temperaturkontrolle bei 37 °C angeschlossen war. Auf den Boden jeder Glasfütterungskammer (Fläche 154 mm2) wurde ein Film Parafilm M gespannt. Jeder Futterautomat wurde dann auf das obere Gitter über dem Käfig mit dem sich paarenden Weibchen gestellt. Mithilfe einer Pasteurpipette (Fisherbrand, Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) wurden etwa 350 bis 400 μl Rinderblut in einen Glastrichter gegeben und die erwachsenen Würmer mindestens eine Stunde lang abtropfen gelassen. Trächtige Weibchen erhielten dann eine 10%ige Saccharoselösung und konnten ihre Eier auf feuchtes Filterpapier legen, das in einzelne, ultraklare Soufflé-Förmchen (à 354 ml, Dart Container Corp., Mason, MI, USA) gelegt war. Käfig mit Wasser füllen. Filterpapier mit den Eiern in einen verschlossenen Beutel (SC Johnsons, Racine, WI) geben und bei 26 °C aufbewahren. Die Eier wurden ausgebrütet und etwa 200 bis 250 Larven wurden in Plastikschalen mit einer Mischung aus Kaninchenfutter (ZuPreem, Premium Natural Products, Inc., Mission, KS, USA) und Leberpulver (MP Biomedicals, LLC, Solon, OH, USA) aufgezogen. und Fischfilet (TetraMin, Tetra GMPH, Meer, Deutschland) im Verhältnis 2:1:1. In unseren Bioassays wurden Larven im späten dritten Stadium verwendet.
Das in dieser Studie verwendete Pflanzensaatgut stammte aus folgenden kommerziellen und staatlichen Quellen: Brassica juncea (Brauner Senf – Pacific Gold) und Brassica juncea (Weißer Senf – Ida Gold) von der Pacific Northwest Farmers' Cooperative, Bundesstaat Washington, USA; (Gartenkresse) von Kelly Seed and Hardware Co., Peoria, IL, USA und Thlaspi arvense (Acker-Hellerkraut – Elisabeth) von USDA-ARS, Peoria, IL, USA; Keines der in der Studie verwendeten Samen wurde mit Pestiziden behandelt. Das gesamte Saatgut wurde in dieser Studie gemäß den lokalen und nationalen Vorschriften und unter Einhaltung aller relevanten lokalen, staatlichen und nationalen Vorschriften verarbeitet und verwendet. In dieser Studie wurden keine gentechnisch veränderten Pflanzensorten untersucht.
Die Samen von Brassica juncea (PG), Alfalfa (Ls), Weißem Senf (IG) und Thlaspi arvense (DFP) wurden mit einer Retsch ZM200-Ultrazentrifugalmühle (Retsch, Haan, Deutschland) mit 0,75-mm-Maschenweite und Edelstahlrotor (12 Zähne, 10.000 U/min) zu einem feinen Pulver gemahlen (Tabelle 1). Das gemahlene Samenpulver wurde in eine Papierhülse gegeben und 24 h in einem Soxhlet-Apparat mit Hexan entfettet. Eine Teilprobe des entfetteten Ackersenfs wurde 1 h lang bei 100 °C wärmebehandelt, um Myrosinase zu denaturieren und die Hydrolyse von Glucosinolaten zur Bildung biologisch aktiver Isothiocyanate zu verhindern. Hitzebehandeltes Schachtelhalmsamenpulver (DFP-HT) wurde durch Denaturierung der Myrosinase als Negativkontrolle verwendet.
Der Glucosinolatgehalt von entfettetem Saatmehl wurde in dreifacher Ausfertigung mithilfe von Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) gemäß einem zuvor veröffentlichten Protokoll 64 bestimmt. Kurz gesagt wurden 3 ml Methanol zu einer 250 mg Probe von entfettetem Saatpulver gegeben. Jede Probe wurde 30 Minuten in einem Wasserbad mit Ultraschall behandelt und 16 Stunden bei 23 °C im Dunkeln stehen gelassen. Ein 1 ml Aliquot der organischen Schicht wurde dann durch einen 0,45 μm Filter in einen Autosampler gefiltert. Auf einem Shimadzu HPLC-System (zwei LC 20AD-Pumpen; SIL 20A-Autosampler; DGU 20As-Entgaser; SPD-20A UV-VIS-Detektor zur Überwachung bei 237 nm; und CBM-20A-Kommunikationsbusmodul) wurde der Glucosinolatgehalt des Saatmehls in dreifacher Ausfertigung bestimmt. Die Analyse erfolgte mit der Shimadzu LC Solution Software Version 1.25 (Shimadzu Corporation, Columbia, MD, USA). Als Säule diente eine C18 Inertsil Umkehrphasensäule (250 mm × 4,6 mm; RP C-18, ODS-3, 5u; GL Sciences, Torrance, CA, USA). Die anfänglichen Bedingungen der mobilen Phase wurden auf 12 % Methanol/88 % 0,01 M Tetrabutylammoniumhydroxid in Wasser (TBAH; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) mit einer Flussrate von 1 ml/min eingestellt. Nach Injektion von 15 μl Probe wurden die anfänglichen Bedingungen 20 Minuten lang aufrechterhalten, anschließend wurde das Lösungsmittelverhältnis auf 100 % Methanol eingestellt. Die Gesamtanalysezeit betrug 65 Minuten. Eine Standardkurve (nM/mAb-basiert) wurde durch serielle Verdünnungen frisch hergestellter Sinapin-, Glucosinolat- und Myrosin-Standards (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) erstellt, um den Schwefelgehalt von entfettetem Saatmehl zu bestimmen. Die Glucosinolatkonzentrationen in den Proben wurden auf einer Agilent 1100 HPLC (Agilent, Santa Clara, CA, USA) unter Verwendung der OpenLAB CDS ChemStation Version (C.01.07 SR2 [255]) mit derselben Säule und nach einer zuvor beschriebenen Methode getestet. Die Glucosinolatkonzentrationen wurden bestimmt; sie sollten zwischen HPLC-Systemen vergleichbar sein.
Allylisothiocyanat (94 %, stabil) und Benzylisothiocyanat (98 %) wurden von Fisher Scientific (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) bezogen. 4-Hydroxybenzylisothiocyanat wurde von ChemCruz (Santa Cruz Biotechnology, CA, USA) bezogen. Durch enzymatische Hydrolyse durch Myrosinase bilden Glucosinolate Allylisothiocyanat, Benzylisothiocyanat bzw. 4-Hydroxybenzylisothiocyanat.
Laborbioassays wurden nach der Methode von Muturi et al. 32 mit Modifikationen durchgeführt. In der Studie wurden fünf fettarme Saatfuttermittel verwendet: DFP, DFP-HT, IG, PG und Ls. Zwanzig Larven wurden in einen 400-ml-Einweg-Dreiwegebecher (VWR International, LLC, Radnor, PA, USA) mit 120 ml deionisiertem Wasser (dH2O) gegeben. Sieben Saatmehlkonzentrationen wurden auf ihre Toxizität für Mückenlarven getestet: 0,01, 0,02, 0,04, 0,06, 0,08, 0,1 und 0,12 g Saatmehl/120 ml dH2O für DFP-Saatmehl, DFP-HT, IG und PG. Vorläufige Bioassays deuten darauf hin, dass entfettetes Ls-Saatmehl toxischer ist als vier andere getestete Saatmehle. Daher haben wir die sieben Behandlungskonzentrationen des Ls-Samenmehls auf die folgenden Konzentrationen angepasst: 0,015, 0,025, 0,035, 0,045, 0,055, 0,065 und 0,075 g/120 ml dH2O.
Eine unbehandelte Kontrollgruppe (dH2O, ohne Saatmehlzusatz) wurde einbezogen, um die normale Insektensterblichkeit unter Versuchsbedingungen zu beurteilen. Toxikologische Bioversuche für jedes Saatmehl umfassten drei Replikate von drei geneigten Bechern (20 Larven im späten dritten Stadium pro Becher), insgesamt 108 Fläschchen. Die behandelten Behälter wurden bei Zimmertemperatur (20–21 °C) gelagert und die Larvensterblichkeit wurde während 24 und 72 Stunden kontinuierlicher Einwirkung der Behandlungskonzentrationen aufgezeichnet. Wenn sich Körper und Gliedmaßen der Mücke beim Einstechen oder Berühren mit einem dünnen Edelstahlspatel nicht bewegen, gelten die Mückenlarven als tot. Tote Larven bleiben normalerweise bewegungslos in Rücken- oder Bauchlage am Boden des Behälters oder auf der Wasseroberfläche liegen. Das Experiment wurde dreimal an verschiedenen Tagen mit unterschiedlichen Larvengruppen wiederholt, sodass insgesamt 180 Larven jeder Behandlungskonzentration ausgesetzt waren.
Die Toxizität von AITC, BITC und 4-HBITC gegenüber Mückenlarven wurde mit demselben Bioassay-Verfahren, jedoch mit unterschiedlichen Behandlungen, beurteilt. Bereiten Sie 100.000 ppm-Stammlösungen für jede Chemikalie vor, indem Sie 100 µl der Chemikalie zu 900 µl absolutem Ethanol in einem 2-ml-Zentrifugenröhrchen geben und 30 Sekunden lang schütteln, um alles gründlich zu vermischen. Die Behandlungskonzentrationen wurden anhand unserer vorläufigen Bioassays bestimmt, die ergaben, dass BITC viel toxischer ist als AITC und 4-HBITC. Zur Bestimmung der Toxizität wurden 5 Konzentrationen von BITC (1, 3, 6, 9 und 12 ppm), 7 Konzentrationen von AITC (5, 10, 15, 20, 25, 30 und 35 ppm) und 6 Konzentrationen von 4-HBITC (15, 15, 20, 25, 30 und 35 ppm) verwendet. 30, 45, 60, 75 und 90 ppm). Die Kontrollbehandlung wurde mit 108 μl absolutem Ethanol injiziert, was dem maximalen Volumen der chemischen Behandlung entspricht. Die Bioassays wurden wie oben beschrieben wiederholt, wobei insgesamt 180 Larven pro Behandlungskonzentration exponiert wurden. Die Larvenmortalität wurde für jede Konzentration von AITC, BITC und 4-HBITC nach 24 Stunden kontinuierlicher Exposition erfasst.
Die Probit-Analyse von 65 dosisabhängigen Mortalitätsdaten wurde mit der Polo-Software (Polo Plus, LeOra Software, Version 1.0) durchgeführt, um die 50 % letale Konzentration (LC50), die 90 % letale Konzentration (LC90), die Steigung, den letalen Dosiskoeffizienten und die 95 % letale Konzentration zu berechnen, basierend auf Konfidenzintervallen für letale Dosisverhältnisse für log-transformierte Konzentrations- und Dosis-Mortalitätskurven. Die Mortalitätsdaten basieren auf kombinierten Replikatdaten von 180 Larven, die jeder Behandlungskonzentration ausgesetzt waren. Wahrscheinlichkeitsanalysen wurden separat für jedes Samenmehl und jede chemische Komponente durchgeführt. Basierend auf dem 95 %-Konfidenzintervall des letalen Dosisverhältnisses wurde die Toxizität von Samenmehl und chemischen Bestandteilen für Mückenlarven als signifikant unterschiedlich erachtet, sodass ein Konfidenzintervall mit einem Wert von 1 keinen signifikanten Unterschied aufwies, P = 0,0566.
Die HPLC-Ergebnisse zur Bestimmung der Hauptglucosinolate in den entfetteten Samenmehlen DFP, IG, PG und Ls sind in Tabelle 1 aufgeführt. Die Hauptglucosinolate in den getesteten Samenmehlen variierten mit Ausnahme von DFP und PG, die beide Myrosinase-Glucosinolate enthielten. Der Myrosiningehalt in PG war mit 33,3 ± 1,5 bzw. 26,5 ± 0,9 mg/g höher als in DFP. Ls-Samenpulver enthielt 36,6 ± 1,2 mg/g Glucoglycon, während IG-Samenpulver 38,0 ± 0,5 mg/g Sinapin enthielt.
Larven der Mücke Ae. Aedes aegypti wurden durch Behandlung mit entfettetem Samenmehl getötet, obwohl die Wirksamkeit der Behandlung je nach Pflanzenart variierte. Nur DFP-NT war nach 24 und 72 Stunden Exposition nicht toxisch für Mückenlarven (Tabelle 2). Die Toxizität des aktiven Samenpulvers nahm mit zunehmender Konzentration zu (Abb. 1A, B). Die Toxizität des Samenmehls für Mückenlarven variierte signifikant basierend auf dem 95%-KI des letalen Dosisverhältnisses der LC50-Werte bei Bewertungen nach 24 und 72 Stunden (Tabelle 3). Nach 24 Stunden war die toxische Wirkung von Ls-Samenmehl größer als bei anderen Samenmehlbehandlungen, mit der höchsten Aktivität und maximalen Toxizität für die Larven (LC50 = 0,04 g/120 ml dH2O). Die Larven reagierten nach 24 Stunden weniger empfindlich auf DFP als bei den Behandlungen mit IG-, Ls- und PG-Samenpulver. Die LC50-Werte betrugen 0,115, 0,04 und 0,08 g/120 ml dH2O und lagen damit statistisch über dem LC50-Wert von 0,211 g/120 ml dH2O (Tabelle 3). Die LC90-Werte von DFP, IG, PG und Ls betrugen 0,376, 0,275, 0,137 bzw. 0,074 g/120 ml dH2O (Tabelle 2). Die höchste DPP-Konzentration betrug 0,12 g/120 ml dH2O. Nach 24-stündiger Bewertung betrug die durchschnittliche Larvenmortalität nur 12 %, während die durchschnittliche Mortalität der IG- und PG-Larven 51 % bzw. 82 % erreichte. Nach 24-stündiger Auswertung betrug die durchschnittliche Larvenmortalität bei der höchsten Konzentration der Ls-Samenmehlbehandlung (0,075 g/120 ml dH2O) 99 % (Abb. 1A).
Die Mortalitätskurven wurden anhand der Dosis-Wirkungs-Beziehung (Probit) von Ae. Egyptian-Larven (Larven im 3. Stadium) auf die Saatmehlkonzentration 24 Stunden (A) und 72 Stunden (B) nach der Behandlung geschätzt. Die gepunktete Linie stellt die LC50 der Saatmehlbehandlung dar. DFP Thlaspi arvense, DFP-HT Hitzeinaktiviertes Thlaspi arvense, IG Sinapsis alba (Ida Gold), PG Brassica juncea (Pacific Gold), Ls Lepidium sativum.
Nach 72-stündiger Auswertung lagen die LC50-Werte von DFP-, IG- und PG-Samenmehl bei 0,111, 0,085 bzw. 0,051 g/120 ml dH2O. Fast alle Larven, die mit Ls-Samenmehl behandelt wurden, starben nach 72 Stunden, sodass die Mortalitätsdaten nicht mit der Probit-Analyse übereinstimmten. Im Vergleich zu anderen Samenmehlen reagierten die Larven weniger empfindlich auf die Behandlung mit DFP-Samenmehl und wiesen statistisch höhere LC50-Werte auf (Tabellen 2 und 3). Nach 72 Stunden wurden die LC50-Werte für die Behandlungen mit DFP-, IG- und PG-Samenmehl auf 0,111, 0,085 bzw. 0,05 g/120 ml dH2O geschätzt. Nach 72 Stunden Auswertung lagen die LC90-Werte der DFP-, IG- und PG-Samenpulver bei 0,215, 0,254 bzw. 0,138 g/120 ml dH2O. Nach 72 Stunden Auswertung betrug die durchschnittliche Larvenmortalität bei den Behandlungen mit DFP-, IG- und PG-Samenmehl bei einer maximalen Konzentration von 0,12 g/120 ml dH2O 58 %, 66 % bzw. 96 % (Abb. 1B). Nach 72-stündiger Auswertung erwies sich PG-Samenmehl als toxischer als IG- und DFP-Samenmehl.
Synthetische Isothiocyanate, Allylisothiocyanat (AITC), Benzylisothiocyanat (BITC) und 4-Hydroxybenzylisothiocyanat (4-HBITC) können Mückenlarven wirksam abtöten. 24 Stunden nach der Behandlung war BITC mit einem LC50-Wert von 5,29 ppm toxischer für die Larven als AITC (19,35 ppm) und 4-HBITC (55,41 ppm) (Tabelle 4). Im Vergleich zu AITC und BITC weist 4-HBITC eine geringere Toxizität und einen höheren LC50-Wert auf. Die beiden wichtigsten Isothiocyanate (Ls und PG) im wirksamsten Saatmehl weisen signifikante Unterschiede in der Toxizität für Mückenlarven auf. Die Toxizität basierend auf dem letalen Dosisverhältnis der LC50-Werte zwischen AITC, BITC und 4-HBITC zeigte einen statistischen Unterschied, sodass das 95%-KI des LC50-letalen Dosisverhältnisses keinen Wert von 1 enthielt (P = 0,05, Tabelle 4). Die höchsten Konzentrationen von BITC und AITC töteten schätzungsweise 100 % der getesteten Larven (Abbildung 2).
Die Mortalitätskurven wurden anhand der Dosis-Wirkungs-Beziehung (Probit) von Ae. geschätzt. 24 Stunden nach der Behandlung erreichten Ägyptische Larven (Larven im 3. Stadium) synthetische Isothiocyanat-Konzentrationen. Die gepunktete Linie stellt die LC50 für die Isothiocyanat-Behandlung dar. Benzylisothiocyanat BITC, Allylisothiocyanat AITC und 4-HBITC.
Der Einsatz pflanzlicher Biopestizide zur Bekämpfung von Mücken wird seit langem untersucht. Viele Pflanzen produzieren natürliche Chemikalien mit insektizider Wirkung37. Ihre bioaktiven Verbindungen stellen eine attraktive Alternative zu synthetischen Insektiziden dar und bieten großes Potenzial zur Bekämpfung von Schädlingen, einschließlich Mücken.
Senfpflanzen werden wegen ihrer Samen angebaut und als Gewürz und Ölquelle verwendet. Wenn aus den Samen Senföl extrahiert wird oder Senf zur Verwendung als Biokraftstoff extrahiert wird, 69 entsteht als Nebenprodukt entfettetes Samenmehl. Dieses Samenmehl behält viele seiner natürlichen biochemischen Bestandteile und hydrolytischen Enzyme. Die Toxizität dieses Samenmehls wird auf die Produktion von Isothiocyanaten zurückgeführt55,60,61. Isothiocyanate entstehen durch die Hydrolyse von Glucosinolaten durch das Enzym Myrosinase während der Hydratisierung des Samenmehls38,55,70 und sind für ihre fungizide, bakterizide, nematizide und insektizide Wirkung sowie für weitere Eigenschaften bekannt, darunter chemisch-sensorische Effekte und chemotherapeutische Eigenschaften61,62,70. Mehrere Studien haben gezeigt, dass Senfpflanzen und -samenmehl als Begasungsmittel wirksam gegen Bodenschädlinge und Vorratsschädlinge wirken57,59,71,72. In dieser Studie untersuchten wir die Toxizität von Vierkornmehl und seinen drei bioaktiven Produkten AITC, BITC und 4-HBITC gegenüber Aedes-Mückenlarven. Aedes aegypti. Die direkte Zugabe von Vierkornmehl zu Wasser mit Mückenlarven aktiviert voraussichtlich enzymatische Prozesse zur Produktion von für Mückenlarven giftigen Isothiocyanaten. Diese Biotransformation wurde teilweise durch die beobachtete larvizide Wirkung des Vierkornmehls und den Verlust der insektiziden Wirkung nachgewiesen, wenn Zwergsenfmehl vor der Verwendung wärmebehandelt wurde. Die Wärmebehandlung zerstört voraussichtlich die hydrolytischen Enzyme, die Glucosinolate aktivieren, und verhindert so die Bildung bioaktiver Isothiocyanate. Dies ist die erste Studie, die die insektiziden Eigenschaften von Kohlsamenpulver gegen Mücken in einer aquatischen Umgebung bestätigt.
Von den getesteten Samenpulvern war Brunnenkressesamenpulver (Ls) das giftigste und verursachte eine hohe Sterblichkeitsrate bei Aedes albopictus. Aedes aegypti-Larven wurden 24 Stunden lang ununterbrochen behandelt. Die übrigen drei Samenpulver (PG, IG und DFP) zeigten eine geringere Wirkung und verursachten nach 72 Stunden kontinuierlicher Behandlung immer noch eine signifikante Sterblichkeit. Nur Ls-Samenmehl enthielt nennenswerte Mengen an Glucosinolaten, während PG und DFP Myrosinase und IG Glucosinolat als Hauptglucosinolat enthielten (Tabelle 1). Glucotropaeolin wird zu BITC hydrolysiert und Sinalbin zu 4-HBITC61,62. Unsere Bioassay-Ergebnisse zeigen, dass sowohl Ls-Samenmehl als auch synthetisches BITC für Mückenlarven hochgiftig sind. Der Hauptbestandteil von PG- und DFP-Samenmehl ist Myrosinase-Glucosinolat, das zu AITC hydrolysiert wird. AITC tötet Mückenlarven mit einem LC50-Wert von 19,35 ppm wirksam ab. Im Vergleich zu AITC und BITC ist 4-HBITC-Isothiocyanat für Larven am wenigsten toxisch. Obwohl AITC weniger toxisch als BITC ist, liegen seine LC50-Werte niedriger als bei vielen an Mückenlarven getesteten ätherischen Ölen32,73,74,75.
Unser Kreuzblütlersamenpulver zur Bekämpfung von Mückenlarven enthält ein Hauptglucosinolat, das laut HPLC-Bestimmung über 98–99 % aller Glucosinolate ausmacht. Es wurden Spuren anderer Glucosinolate nachgewiesen, deren Gehalt jedoch unter 0,3 % der Gesamtglucosinolate lag. Brunnenkressesamenpulver (L. sativum) enthält sekundäre Glucosinolate (Sinigrin), deren Anteil jedoch 1 % der Gesamtglucosinolate beträgt und deren Gehalt dennoch unbedeutend ist (ca. 0,4 mg/g Samenpulver). Obwohl PG und DFP dasselbe Hauptglucosinolat (Myrosin) enthalten, unterscheidet sich die larvizide Wirkung ihrer Samenmehle aufgrund ihrer LC50-Werte erheblich. Die Toxizität gegenüber Echtem Mehltau variiert. Das Auftreten von Aedes aegypti-Larven kann auf Unterschiede in der Myrosinaseaktivität oder -stabilität der beiden Samenfutter zurückzuführen sein. Die Myrosinaseaktivität spielt eine wichtige Rolle bei der Bioverfügbarkeit von Hydrolyseprodukten wie Isothiocyanaten in Brassicaceae-Pflanzen.76 Frühere Berichte von Pocock et al.77 und Wilkinson et al.78 haben gezeigt, dass Veränderungen der Myrosinaseaktivität und -stabilität auch mit genetischen und Umweltfaktoren zusammenhängen können.
Der erwartete Gehalt an bioaktivem Isothiocyanat wurde basierend auf den LC50-Werten jedes Saatmehls nach 24 und 72 Stunden berechnet (Tabelle 5), um ihn mit entsprechenden chemischen Anwendungen zu vergleichen. Nach 24 Stunden waren die Isothiocyanate im Saatmehl toxischer als die reinen Verbindungen. Die basierend auf Teilen pro Million (ppm) der Isothiocyanat-Saatgutbehandlungen berechneten LC50-Werte waren niedriger als die LC50-Werte für BITC-, AITC- und 4-HBITC-Anwendungen. Wir beobachteten Larven, die Saatmehlpellets fraßen (Abbildung 3A). Folglich können Larven durch die Aufnahme von Saatmehlpellets einer konzentrierteren Exposition gegenüber toxischen Isothiocyanaten ausgesetzt sein. Dies war am deutlichsten bei den IG- und PG-Saatmehlbehandlungen nach 24-stündiger Exposition, bei denen die LC50-Konzentrationen 75 % bzw. 72 % niedriger waren als bei den reinen AITC- und 4-HBITC-Behandlungen. Die Behandlungen mit Ls und DFP waren toxischer als reines Isothiocyanat, mit um 24 % bzw. 41 % niedrigeren LC50-Werten. Larven in der Kontrollbehandlung verpuppten sich erfolgreich (Abb. 3B), während sich die meisten Larven in der Saatmehlbehandlung nicht verpuppten und die Larvenentwicklung deutlich verzögert war (Abb. 3B,D). Bei Spodopteralitura werden Isothiocyanate mit Wachstumsverzögerungen und Entwicklungsverzögerungen in Verbindung gebracht79.
Larven der Mücke Ae. Aedes aegypti wurden 24–72 Stunden lang kontinuierlich Brassica-Samenpulver ausgesetzt. (A) Tote Larven mit Samenmehlpartikeln in den Mundwerkzeugen (eingekreist); (B) Kontrollbehandlung (dH2O ohne zugesetztes Samenmehl) zeigt, dass die Larven normal wachsen und sich nach 72 Stunden zu verpuppen beginnen. (C, D) Mit Samenmehl behandelte Larven; das Samenmehl zeigte Unterschiede in der Entwicklung und verpuppte sich nicht.
Wir haben den Mechanismus der toxischen Wirkung von Isothiocyanaten auf Mückenlarven nicht untersucht. Frühere Studien an Roten Feuerameisen (Solenopsis invicta) haben jedoch gezeigt, dass die Hemmung der Glutathion-S-Transferase (GST) und -Esterase (EST) der Hauptmechanismus der Bioaktivität von Isothiocyanaten ist und dass AITC selbst bei geringer Aktivität die GST-Aktivität hemmen kann. Die Dosis beträgt 0,5 µg/ml80. Im Gegensatz dazu hemmt AITC die Acetylcholinesterase bei adulten Kornkäfern (Sitophilus zeamais)81. Ähnliche Studien müssen durchgeführt werden, um den Mechanismus der Isothiocyanataktivität bei Mückenlarven aufzuklären.
Wir verwenden eine hitzeinaktivierte DFP-Behandlung, um die Annahme zu stützen, dass die Hydrolyse pflanzlicher Glucosinolate zu reaktiven Isothiocyanaten als Mechanismus zur Mückenlarvenbekämpfung durch Senfkornmehl dient. DFP-HT-Samenmehl war bei den getesteten Anwendungsmengen nicht toxisch. Lafarga et al. 82 berichteten, dass Glucosinolate empfindlich auf Zersetzung bei hohen Temperaturen reagieren. Man erwartet außerdem, dass eine Hitzebehandlung das Enzym Myrosinase im Samenmehl denaturiert und die Hydrolyse von Glucosinolaten zu reaktiven Isothiocyanaten verhindert. Dies wurde auch von Okunade et al. 75 bestätigt, die zeigten, dass Myrosinase temperaturempfindlich ist, indem sie zeigten, dass die Myrosinaseaktivität vollständig inaktiviert wurde, als Senf-, Schwarzer Senf- und Blutwurzsamen Temperaturen über 80 °C ausgesetzt wurden. Diese Mechanismen können zum Verlust der insektiziden Aktivität von hitzebehandeltem DFP-Samenmehl führen.
Somit sind Senfkornmehl und seine drei wichtigsten Isothiocyanate für Mückenlarven giftig. Angesichts dieser Unterschiede zwischen Senfkornmehl und chemischen Behandlungen kann die Verwendung von Senfkornmehl eine wirksame Methode zur Mückenbekämpfung sein. Es müssen geeignete Formulierungen und wirksame Verabreichungssysteme gefunden werden, um die Wirksamkeit und Stabilität von Senfkornpulvern zu verbessern. Unsere Ergebnisse weisen auf die potenzielle Verwendung von Senfkornmehl als Alternative zu synthetischen Pestiziden hin. Diese Technologie könnte zu einem innovativen Instrument zur Bekämpfung von Mückenüberträgern werden. Da Mückenlarven in aquatischen Umgebungen gedeihen und die Glucosinolate des Senfkornmehls bei Hydratisierung enzymatisch in aktive Isothiocyanate umgewandelt werden, bietet die Verwendung von Senfkornmehl in mückenverseuchten Gewässern ein erhebliches Bekämpfungspotenzial. Obwohl die larvizide Aktivität von Isothiocyanaten variiert (BITC > AITC > 4-HBITC), bedarf es weiterer Forschung, um festzustellen, ob die Kombination von Senfkornmehl mit mehreren Glucosinolaten die Toxizität synergistisch erhöht. Dies ist die erste Studie, die die insektizide Wirkung von entfettetem Kreuzblütlersamenmehl und drei bioaktiven Isothiocyanaten auf Mücken belegt. Die Ergebnisse dieser Studie sind bahnbrechend und zeigen, dass entfettetes Kohlsamenmehl, ein Nebenprodukt der Ölgewinnung aus den Samen, als vielversprechendes larvizides Mittel zur Mückenbekämpfung dienen kann. Diese Informationen können dazu beitragen, die Entdeckung neuer Pflanzenschutzmittel und deren Entwicklung zu kostengünstigen, praktischen und umweltfreundlichen Biopestiziden voranzutreiben.
Die für diese Studie generierten Datensätze und die daraus resultierenden Analysen sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich. Am Ende der Studie wurden alle in der Studie verwendeten Materialien (Insekten und Samenmehl) vernichtet.
Veröffentlichungszeit: 29. Juli 2024