Die Entwicklung zuverlässiger und standardisierter Methoden zur Prüfung der Empfindlichkeit von Mückenschwärmen gegenüber Insektiziden ist entscheidend für das Verständnis der Wirksamkeit neuer Wirkstoffe oder Formulierungen. Methoden zur Prüfung der Empfindlichkeit von Mückenschwärmen gegenüber Kontaktinsektiziden oder -produkten (wie sie beispielsweise in Programmen des öffentlichen Gesundheitswesens eingesetzt werden) sind etabliert und standardisiert. Die Prüfung flüchtiger oder in Aerosolen verwendeter Insektizide in Haushaltsprodukten gestaltet sich jedoch schwierig. Basierend auf den Empfehlungen der Weltgesundheitsorganisation (WHO) für Haushaltsinsektizide entwickelten wir eine standardisierte und effiziente Methode zur Prüfung von Aerosolprodukten mithilfe von in Käfigen gehaltenen Mücken sowie eine effektive Desinfektionsmethode in einer Peet-Grady-Testkammer (PG-Testkammer). Wir validierten die Wirksamkeit dieser neuen Methode anhand von Populationen insektizidresistenter und -empfindlicher Aedes- und Anopheles-Mücken. Ein neuartiges Merkmal dieser Methode ist die Integration einer auf die Mückenkäfige gerichteten Kammer, die eine quantitative Echtzeit-Erfassung der Abtötungsrate der Mücken nach Insektizidexposition ermöglicht. Die Desinfektion mittels Tupfer entfernt effektiv Pyrethroid-haltiges Aerosolöl von der Oberfläche der Testkammer. Die Mortalitätsrate empfindlicher Mücken, die direkt auf der Kammeroberfläche getestet wurden, lag unter 2 %. In der PG-Kammer wurde keine räumliche Heterogenität der Abtötungs- oder Mortalitätsraten bei den in Käfigen gehaltenen Mücken beobachtet. Unsere Doppelkäfigmethode ermöglicht einen achtfach höheren Durchsatz als die Freiflugmethode und erlaubt so die gleichzeitige Testung verschiedener Mückenstämme sowie die effektive Unterscheidung zwischen empfindlichen und resistenten Mückenpopulationen, die parallel getestet werden.
Bislang wurden Aerosol-Insektizide hauptsächlich im privaten Bereich zum persönlichen Schutz eingesetzt, mit begrenzter Anwendung in Programmen des öffentlichen Gesundheitswesens. Neuere Studien belegen jedoch einen weitverbreiteten Einsatz von Insektiziden in Haushalten in Gebieten mit hoher Prävalenz von durch Vektoren übertragenen Krankheiten. Unabhängig davon, ob die Motivation in der Mückenabwehr oder der Krankheitsprävention liegt, besteht ein dringender Bedarf an standardisierten und einfach anzuwendenden Methoden, um endemische Mückenpopulationen auf ihre Empfindlichkeit gegenüber Haushaltsinsektiziden zu untersuchen. Dies ist entscheidend, um die Wirksamkeit von Insektiziden gegen lokale Vektoren vorherzusagen und zu verstehen, wie der Einsatz von Insektiziden im Haushalt die evolutionäre Selektion von Insektizidresistenzen beeinflusst.
Ergänzende Methode 1 enthält detaillierte Schritt-für-Schritt-Anweisungen zur Durchführung unseres Testprogramms für Aerosol-Insektizide.
Obwohl die WHO-Richtlinien die Verwendung von automatischen Verneblern empfehlen, enthalten sie keine spezifischen technischen Vorgaben. Der Einsatz automatischer Vernebler ist unerlässlich, da die manuelle Verneblung in einer Propylenglykolkammer nicht nur arbeitsintensiv ist, sondern auch zu räumlichen Unregelmäßigkeiten und Schwankungen der Verneblungsdauer führen kann.
Die Reaktionskammer muss nach jedem Test sterilisiert werden. Die in der WHO-Richtlinie empfohlene interne Reinigungsmethode sieht jedoch das Abspülen mit Wasser mittels eines Schlauchs vor. In unserer täglichen Arbeit ist diese Methode der arbeitsintensivste Schritt beim Betrieb bioanalytischer Geräte. Daher haben wir ein auf Tupfern basierendes Sterilisationsverfahren entwickelt und getestet.
Die abnehmbaren Teile des Ventilators werden wie oben beschrieben behandelt, und die Flügel und der Rahmen des Ventilators werden mit einem in einer 5%igen Decon 90-Lösung getränkten Schwamm gereinigt.
Basierend auf dem Zusammenhang zwischen Sprühdauer und Produktabgaberate zeigte unser Aerosolspender auch eine gute Genauigkeit bei der Steuerung des Aerosoldosierungsverhältnisses, zumindest im getesteten Bereich von 1 bis 4. Wie in Abb. 3b dargestellt, ist diese Eigenschaft besonders wichtig für die Charakterisierung der Dosis-Wirkungs-Beziehung neuer Aerosolformulierungen oder die Bestimmung der Identifikationsdosis zum Nachweis von Insektizidresistenzen.
Wir zeigen, dass unser überarbeitetes Protokoll zur Bewertung von Insektiziden in Aerosolform für den Haushalt, das Desinfektionstücher, Doppelkäfige, ferngesteuerte Sprühgeräte und biometrische Datenerfassung mittels Action-Kameras nutzt, eine effektivere und praktikablere Alternative zu den derzeitigen Methoden darstellt.WEREmpfehlungen. Die Desinfektionsmethode mit Abstrichtupfern, die nur 20 Minuten benötigt, spart im Vergleich zum bisherigen Protokoll (das üblicherweise eine Stunde pro Testkammer in Anspruch nimmt) deutlich Zeit. Sie reduziert außerdem die Zeit, die die Bediener mit dem Anlegen der vollständigen persönlichen Schutzausrüstung (z. B. Atemschutzhelme und antistatische Arbeitskleidung) verbringen. Darüber hinaus erzeugt diese Methode weniger kontaminierte Flüssigkeit und Kleidung als eine vollständige Reinigung der Testkammer, wodurch das Kontaminationsrisiko für den Raum, in dem sich die Testkammer befindet, minimiert wird. Die Desinfektionsmethode mit Abstrichtupfern eignet sich auch zur Desinfektion von semipermanenten Testräumen.minimalMöbelaufstellung in verschiedenen Raumlayouts.
Ein zentrales Thema dieser und anderer Studien ist die Standardisierung der Expositionsdosen von Insektiziden in der Umwelt im Rahmen verschiedener Testprotokolle. Wie Abbildung 2b zeigt, variierte das Sprühvolumen trotz gleichbleibender Sprühdauer je nach Aerosoldosentyp, was möglicherweise auf Unterschiede in den Herstellungsverfahren (z. B. Innendruck, Treibmittelverwendung, Düsenstruktur usw.) zurückzuführen ist. Zudem schränkt der derzeitige Mangel an kommerziell erhältlichen Fernsprühgeräten mit der erforderlichen Flexibilität hinsichtlich der Sprühdauer deren Einsatz zur Bestimmung der Dosis-Wirkungs-Beziehung in der Mückenbekämpfung ein. Manuelles Sprühen durch Test- oder Zugangsluken (sofern vorhanden) kann zu Schwankungen der Expositionsdosen führen. Unsere Ergebnisse unterstreichen die Notwendigkeit und Bedeutung der Reduzierung dieser Variationsquellen. Bei resistenten Aedes-aegypti-Populationen beobachteten wir eine Korrelation zwischen der Aerosoldosis und der endgültigen Bestimmung der Empfindlichkeit oder Resistenz (Abbildung 3b). Idealerweise sollten Aerosoldosen in Gramm vernebelter Substanz und nicht in der Dauer der Vernebelung standardisiert werden, um Vergleiche zwischen verschiedenen Studien zu erleichtern.
RCAD bietet einen alternativen Ansatz für zukünftige Forschungsarbeiten, der den Einfluss von Prozessschwankungen minimiert. Obwohl wir festgestellt haben, dass eine Standardisierung von Aerosolsprays nicht realisierbar ist, konnten wir zeigen, dass die durch verschiedene Aerosoldosen abgegebene Aerosolmasse durch Kalibrierung der Sprühlänge reproduzierbar bestimmt werden kann (Abbildungen 2b, 3a). Eine solche Standardisierung der Aerosolkonzentration in jeder Testkammer ist entscheidend für die Verbesserung der Reproduzierbarkeit der Ergebnisse.
Aus unserer Erfahrung und der anderer Forschungsgruppen geht hervor, dass die Empfehlungen der aktuellen Leitlinie zur Anwendung von Aerosol-Nachweismethoden für freifliegende Mücken erhebliche logistische Herausforderungen für Labor- und Feldstudien darstellen. So weisen die Nachweismethoden für freifliegende Mücken beispielsweise einen sehr geringen Durchsatz auf (einschließlich des arbeitsintensiven Wiederfangs überlebender Mücken) und sind mit einer Reihe technischer Einschränkungen behaftet, etwa der Schwierigkeit, die Abtötungsrate in Echtzeit zu bestimmen.
Obwohl unser validiertes Doppelkäfig-Experiment das Problem der Durchflussbegrenzungen berücksichtigt und eine praktikable Methode zur Untersuchung der Empfindlichkeit von Stechmücken gegenüber Aerosol-Insektiziden darstellt, ist anzumerken, dass die Mortalitätsraten der Stechmücken auf den Kaimaninseln im Käfigexperiment signifikant niedriger waren als im Freiflugexperiment (Abb. 5c, Tab. 1). Dieser Unterschied könnte auf eine geringere Insektiziddosis im Käfig zurückzuführen sein, da weniger Aerosoltröpfchen das Gitter durchdringen und in den Käfig gelangen. Zukünftige Studien könnten großmaschigere Gewebe und Käfigkonstruktionen mit höheren Luftdurchsatzraten (z. B. zylindrische Konstruktionen) verwenden, um die mit den verschiedenen experimentellen Methoden erzielten Ergebnisse weiter zu validieren.
Veröffentlichungsdatum: 02.02.2026